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4.6: Cubos de agar (preparación) - Biología

4.6: Cubos de agar (preparación) - Biología


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Procedimientos

  1. Prepare una solución de agar al 2%.
    • Mezclar 20 g de agar con 1 L de agua destilada.
  2. Calentar casi hasta que hierva. Revuelva con frecuencia hasta que la solución esté clara.
  3. Retirar del fuego y agregar 10 mL de solución de fenolftaleína al 1%.
    • 1 g de fenolftaleína en 100 ml de etanol al 95% (si es de color rosa, valorar con HCl hasta que quede transparente).
  4. Vierta el agar en una bandeja poco profunda a una profundidad de 3 cm y déjelo reposar (durante la noche).

Se pueden utilizar bandejas de silicona para cubitos de hielo. Es difícil encontrarlos en las medidas métricas adecuadas. Los cubos de 3 cm miden aproximadamente 1,2 pulgadas y hay moldes para ello.


4.6: Cubos de agar (preparación) - Biología

de Rafael Armisen y Fernando Galatas
Hispanagar, S.A., Polígono Industrial de Villalonquejar
Calle L & oacutepez Bravo & quotA & quot, 09080 Burgos, España

Según la Farmacopea de los Estados Unidos, el agar se puede definir como un coloide hidrófilo extraído de ciertas algas marinas de la clase Rhodophyceae. Es insoluble en agua fría pero soluble en agua hirviendo. Una solución al 1,5% es transparente y cuando se enfría a 34-43 ° C forma un gel firme que no se funde de nuevo por debajo de 85 ° C ° 176 ° C. Es una mezcla de polisacáridos cuyo monómero básico es la galactosa. Estos polisacáridos pueden sulfatarse en grados muy variables pero en menor grado que en el carragenano. Por esta razón el contenido de cenizas es inferior al de carragenano, furcelleran (agar danés) y otros. Un contenido máximo de cenizas del 5% es aceptable para el agar, aunque normalmente se mantiene entre el 2,5% y el 4%.

El agar es el ficocoloide de origen más antiguo. En Japón, se considera que el agar fue descubierto por Minoya Tarozaemon en 1658 y un monumento en Shimizu-mura conmemora la primera vez que se fabricó. Originalmente, e incluso en la actualidad, se elaboraba y vendía como extracto en solución (caliente) o en forma de gel (frío), para ser utilizado rápidamente en áreas cercanas a las fábricas, el producto entonces se conocía como tokoroten. Su industrialización como producto seco y estable se inició a principios del siglo XVIII y desde entonces se le ha denominado kanten. La palabra & quotagar-agar & quot, sin embargo, tiene un origen malayo y agar es el término más comúnmente aceptado, aunque en los países de habla francesa y portuguesa también se le llama gelosa.

Se cuenta una leyenda japonesa sobre la primera preparación de agar:

La producción de agar mediante técnicas modernas de congelación industrial fue iniciada en California por Matsuoka, quien registró sus patentes en 1921 y 1922 en los Estados Unidos. El actual método de fabricación por congelación es el clásico y deriva del americano que fue desarrollado en California durante los años previos a la Segunda Guerra Mundial por H.H. Selby y C.K. Tseng (Selby, 1954 Selby y Wynne, 1973 Tseng, 1946). Este trabajo fue apoyado por el Gobierno estadounidense que quería que el país fuera autosuficiente en sus necesidades estratégicas, especialmente en lo que respecta a los medios de cultivo bacteriológicos.

Aparte de la producción estadounidense antes mencionada, prácticamente el único productor de este ficocoloide hasta la Segunda Guerra Mundial fue la industria japonesa, que tiene una estructura industrial muy tradicional basada en numerosas pequeñas fábricas (unas 400 fábricas operadas simultáneamente). Estas fábricas eran operadas por familias, producían una calidad no estandarizada y tenían una alta tasa de empleo ya que la producción no estaba mecanizada. Por esta razón, ya pesar de la posterior instalación de algunas fábricas de tamaño mediano a pequeño, sólo en tiempos recientes Japón ha operado plantas industriales modernas.

Durante la segunda guerra mundial la escasez de agar disponible actuó como un incentivo para aquellos países con recursos costeros de Gelidium sesquipedale, que es muy similar al Gelidium pacificum utilizado por la industria japonesa. Así, en Portugal, Loureiro inició la industria del agar en Oporto, mientras que al mismo tiempo J. Mejias y F. Cabrero, en España, iniciaron los estudios que llevaron al establecimiento de la importante industria del agar ibérico. Otros países europeos que no tenían algas agarofitas intentaron preparar sustitutos del agar a partir de otros extractos de algas (ver Apéndice).

Las diferentes algas utilizadas como materia prima en la producción de agar han dado lugar a productos con diferente comportamiento, aunque todas pueden incluirse en la definición general de agar. Por ello, cuando se menciona el agar, se acostumbra indicar su materia prima original ya que esto puede afectar sus aplicaciones (Figura 1). De ahí que hablamos de agar Gelidium, agar Gracilaria, agar Pterocladia, etc. Para describir con mayor precisión el producto, es habitual mencionar el origen de las algas, ya que el agar Gracilaria de Chile tiene propiedades diferentes al agar Gracilaria de Argentina y el agar Gelidium de España se diferencia del agar Gelidium de México.

Originalmente, el agar Gelidium constituía lo que consideramos agar genuino, asignando el término agaroides a los productos extraídos de otras algas marinas. Aunque estos agaroides no tienen las mismas propiedades que el agar Gelidium, pueden utilizarse como sustitutos en determinadas condiciones. Después de la Segunda Guerra Mundial, la industria japonesa se vio obligada a utilizar cantidades cada vez mayores de materias primas distintas del tradicional Gelidium pacificum o Gelidium amansii debido a la creciente demanda de la industria alimentaria internacional.

Se obtuvo un aumento en la fuerza del gel de agar a través de mejoras en el proceso industrial durante los años cincuenta, y las diferencias entre el agar Gelidium genuino y los agaroides entonces disponibles se hicieron más claras. La fuerza del gel aumentó de 400 g / cm 2 (el máximo para el agar natural producido por la industria artesanal) a 750 g / cm 2 o más para el agar producido por métodos industriales. Los datos de la fuerza del gel se refieren al método Nikan-Sui que reemplazó al método primitivo de Kobe utilizado en el pasado. El método Nikan es más preciso y más fácil de reproducir. Se incluye una breve descripción del método en la sección de & quot; Propiedades & quot.

El descubrimiento japonés de los métodos alcalinos fuertes para la extracción de agar (ver la sección sobre "Procesos de fabricación") significó un aumento de la fuerza del gel de agar Gracilaria con la posterior utilización de algas marinas importadas de Sudáfrica para aumentar la materia prima disponible.

Hoy en día, la industria mundial del agar utiliza básicamente las siguientes algas:

(1) Diferentes especies de Gelidium recolectadas principalmente en España, Portugal, Marruecos, Japón, Corea, México, Francia, Estados Unidos, República Popular China, Chile y Sudáfrica.

(2) Gracilaria de diferentes especies recolectadas en Chile, Argentina, Sudáfrica, Japón, Brasil, Perú, Indonesia, Filipinas, República Popular de China, incluida la provincia de Taiwán, India y Sri Lanka.

(3) Pterocladia capillace de Azores (Portugal) y Pterocladia lucida de Nueva Zelanda.

(4) Gelidiella de Egipto, Madagascar, India, etc.

La figura 2 muestra Gracilaria y Gelidium

También se utilizan otras algas, como Ahnpheltia plicata del norte de Japón y las islas Sajalín, así como Acanthopheltis japonica, Ceramiun hypnaeordes y Ceranium boydenii (Levring, Hoppe y Schmid, 1969).

La distribución geográfica de los agarofitos es muy amplia y se muestra en la Figura 3. Las áreas principales están ubicadas indicando las clases y especies más importantes. El tamaño de las áreas coloreadas se relaciona con la extensión del área de recolección, no con la cantidad de algas recolectadas.

Hay áreas en las que se recolectan diferentes tipos de agarófitos. Este es el caso de Chile, un país de recursos excepcionales de algas. En 1984, se recolectaron 6 126 toneladas de Gracilaria seca de su larguísima costa marítima y se exportaron a Japón, así como otras 5 500 toneladas que fueron utilizadas por la industria local. Simultáneamente, en áreas rocosas, intercaladas entre áreas arenosas donde crece Gracilaria, se recolectaron 304 toneladas de Gelidium seco y se exportaron a Japón. En países como India y Sri Lanka, Gracilaria y Gelidiella crecen juntas en áreas relativamente cercanas entre sí. Por lo general, los recursos de Gelidium se explotan en gran medida, al igual que los de Gracilaria de buena calidad. Actualmente se está desarrollando la utilización de Gelidiella.

Es difícil evaluar la colección actual de agarófitos en todo el mundo, pero dado que Japón ha sido, durante mucho tiempo, el único país importador de estas algas (básicamente necesarias para mantener los niveles de producción de la industria del agar), las estadísticas japonesas (Figura 4a ) son muy valiosos para ofrecer una visión real de la situación. Tenga en cuenta que en las estadísticas japonesas, las algas Gelidium están separadas de otras algas. En 1984, Japón importó 678 toneladas de algas Gelidium y 9 462 toneladas de "otros agarófitos", principalmente Gracilaria y Gelidiella. Sin embargo, parece que Gelidiella se incluye con Gelidium en algunos casos, probablemente porque algunos psicólogos han llamado Gelidiella rigidum a las algas, a pesar de que generalmente se las considera de una clase diferente. En cuanto a los fabricantes de agar, no son Gelidium ya que el producto obtenido a partir de entonces es completamente diferente al agar Gelidium real. Los lotes de Gelidium asignados a Filipinas (3 toneladas) e Indonesia (62 toneladas) son probablemente Gelidiella. También Gelidium de Brasil es muy probablemente Pterocladia que se puede confundir con Gelidium (no se cosecha Gelidium en Brasil, mientras que algunas cantidades de Pterocladia sí).

TÉCNICAS DE COSECHA INDUSTRIAL

Las técnicas de recolección industrial de agarófitos varían, según las circunstancias, pero se pueden clasificar de la siguiente manera:

(1) recolección de algas arrastradas a la orilla

(2) recolectar algas marinas cortándolas o arrancándolas de sus lechos

(3) cultivo.

Figura 4a Algas Agarofitas importadas por Japón 1984

Figura 4b Producción de agar en diferentes países indicando las algas utilizadas

República Popular de China

Recolección de algas arrastradas a la orilla. En algunos países estas algas se llaman & quot; quotargazos & quot, & quotarribazon & quot o & quot; lavado de playa & quot. Se trata de algas muertas que, tras completar su ciclo biológico, son separadas por tormentas estacionales. Se recolectan a mano o por medios mecánicos desde la costa o mediante eyectores de aire comprimido desde embarcaciones que recolectan las algas asentadas en cavidades a profundidades de unos 25 metros (& quot; pozos & quot). Para evitar la fermentación, las algas deben recolectarse poco después de que se hayan separado de su bodega.

Recolectar algas marinas cortándolas o arrancándolas de sus lechos. Este trabajo se realiza con rastrillos o pinzas manipuladas desde embarcaciones o por buzos que operan desde embarcaciones utilizando botellas de aire comprimido o, más frecuentemente, un compresor en la embarcación conectado al buceador mediante una manguera (& quothookah & quot). Gelidium generalmente ocurre en lechos rocosos, Gracilaria en arenosos. En general es factible operar con buzos en profundidades entre 3 y 20 metros. En Japón, durante muchos años, las algas han sido recolectadas por buceadoras o & quotamas & quot que operan desde flotadores y bucean usando solo sus pulmones. Estas técnicas de corte o desarraigo se utilizan exclusivamente en algunos países y son similares a las que se utilizan para carragenanófitos como Chondrus crispus y otras especies de Chondrus (Irish Moss) o alginófitos como Macrocystis o Laminaria, adaptando el equipo en cada caso a la características morfológicas de cada clase de algas.

Cultivo. En la actualidad, la necesidad de mayores cantidades de agarófitos ha provocado la introducción de cultivos de Gracilaria, en la línea de los carragenofitos. Sin embargo, este cultivo ha tenido un éxito limitado y hay algunos aspectos que deben resolverse antes de que pueda adoptarse de forma generalizada. En la actualidad, el cultivo con fines industriales se realiza en la República Popular China, su provincia de Taiwán y ahora se está iniciando en Chile (Ren, Wang y Chen, 1984 Ren y Chen, 1986 Cheuh y Chen, 1982 Yang, 1982 Pizarro y Barrales, 1986 Santelices y Ugarte, 1986).

La preservación de las algas, entre el momento de la recolección y su uso real por parte del fabricante del agar, es muy importante. No es práctico construir una fábrica de procesamiento de algas que consuma algas al ritmo de su recolección. La fabricación de agar a gran escala hace necesario tener cantidades disponibles de agarofitos estabilizados de tal manera que puedan ser transportados a largas distancias, al menor costo posible, y almacenados durante mucho tiempo antes de su procesamiento.

El primer paso es la conservación mediante deshidratación, para evitar la fermentación que primero destruye el agar y luego las algas. El segundo paso es prensar la maleza con una prensa hidráulica en balas de unos 60 kg, para reducir el volumen y los costes de transporte y almacenamiento de retorno. La deshidratación debe ser suficiente para garantizar la conservación de las algas, de lo contrario se producirá una fermentación anaeróbica dentro de las balas provocando altas temperaturas e incluso la carbonización de las algas durante el almacenamiento en almacenes. En general, el contenido de humedad se reduce mejor a aproximadamente un 20% mediante secado natural o artificial. Evidentemente es necesario evitar mojarse durante el transporte y / o almacenamiento.

En el caso de Gracilaria el problema es más difícil de resolver. La hidrólisis enzimática de su agar ocurre espontáneamente incluso con contenidos de humedad relativamente bajos, pero a tasas variables según la especie de Gracilaria y su origen. Gracilaria cosechada en India, Sri Lanka, Venezuela, Brasil, y generalmente en aguas cálidas, tiene un agar (agarosa) menos resistente a la hidrólisis enzimática que la Gracilaria chilena que es la más estable. No obstante, la estabilidad del agar contenido en Gracilaria es menor que la del agar Gelidium El agar Gelidium puede conservarse en algas marinas indefinidamente siempre que hayan sido bien tratadas.

La hidrólisis del agar contenido en Gracilaria puede deberse a enzimas endógenas o al crecimiento de Bacillus cereus. Pterocladia capillacea de las Azores se comporta como Gelidium pero no se ha descrito el grado de hidrólisis de algas marinas como Gelidiella, Ahnpheltia y otras.

Las algas importadas por Japón en 1984 se muestran en la Figura 4a. Bajo el encabezado de & quotGelidium & quot, se importaron 678 toneladas a un valor de Yen 253741000 CIF (Yen 374 250 por tonelada) el tipo de cambio en ese momento era US $ 1 = Yen 246,17, por lo que un precio CIF promedio fue de US $ 1520 por tonelada. tonelada. El flete debe ser considerado en este precio, especialmente el alto costo del flete entre países alejados de Japón como Chile (303 toneladas), Brasil (20 toneladas), Madagascar (74 toneladas) o Sudáfrica (100 toneladas). Estos países representan el 73% de las algas importadas como Gelidium. Las algas importadas por Japón son de alta calidad y excepcionalmente limpias, de lo contrario no sería posible pagar los costos de transporte. Esto se aplica a Gelidium, Gracilaria o cualquier otro agarofito. Estas especificaciones, que normalmente no son tan exactas cuando el fabricante se encuentra cerca del lugar de recolección, aumentan considerablemente los costos de recolección y preparación.

Los datos económicos de & quot; Otras algas & quot son más difíciles de interpretar porque aunque estas algas se denominan Gracilaria, pueden incluir otros agarófitos como Gelidiella, Pterocladia, Ahnpheltia, etc., con diferentes contenidos de agar y por lo tanto diferentes propiedades. Bajo el título "Otras algas marinas", se importaron 9 462 toneladas (en comparación con Gelidium a 678 toneladas) con un valor de 2882525 000 yenes (304 642 yenes por tonelada) o 1 237 dólares EE.UU. por tonelada (CIF). Los costos de flete en este precio también deben ser considerados ya que más del 80% de las & quotOtras algas marinas & quot se importan de países como Chile (6128 toneladas), Brasil (607 toneladas), Argentina (58 toneladas) y Sudáfrica (895 toneladas). ).

Gracilaria es el componente principal de & quotOtras algas marinas & quot. Sin embargo, se importan dos tipos de Gracilaria y no se distinguen entre sí en las estadísticas de importación. Un tipo son las algas limpias y secas. El otro tipo es Gracilaria que ha sido sometido a un fuerte tratamiento alcalino en el país exportador esto provoca la hidrólisis alcalina de los grupos sulfato, aumentando la fuerza de gel del agar que finalmente se extrae, aunque el rendimiento se reduce. Este tratamiento es caro y por ello el producto obtenido ("Colagar") tiene un precio superior al de las algas secas sin tratar. Todo esto debe tenerse en cuenta al considerar el precio medio de las "Otras algas marinas" que se calcula a partir de las estadísticas de importación japonesas.

EVALUACIÓN DE AGAROFITOS

La literatura existente sobre la evaluación de las algas marinas como fuentes industriales de agar es confusa porque, en general, las contribuciones provienen de científicos bien intencionados que a menudo no están familiarizados con los requisitos de especificación, los diferentes grados de agar comercial y los métodos analíticos utilizados.

En primer lugar, las evaluaciones se han realizado a partir de algas perfectamente secas y limpias, como muestras de hierbas, por lo que sus datos no tienen ningún parecido con el obtenido por los fabricantes que procesan cientos o miles de toneladas de algas comerciales que llegan en etapas muy diferentes. de conservación, a menudo mezclado con cantidades significativas de impurezas como piedras, conchas, arena, otras algas marinas, epífitas, así como otros productos agregados durante la recolección, secado y empaque (como malezas, hojas, madera, plásticos, etc. ). La cantidad de sales que quedan en las algas después del secado es otra variable.

En segundo lugar, la evaluación se realiza frecuentemente sin tener en cuenta las características del agar obtenido, o comparándolo solo en algunos parámetros (por ejemplo, con una muestra de agar bacteriológico). Después de realizar algunas pruebas sin conocer las especificaciones reales de los productos, y en muchos casos sin conocimiento de los métodos analíticos habituales, se declara similar. Todo esto equivale a determinar la densidad de una roca y, viendo que es 3,52, deducir que la roca es un diamante.

En tercer lugar, una evaluación de agarofitos es un proceso mucho más largo y complicado que el que se suele realizar y publicar en artículos científicos. En nuestra opinión debe iniciarse con una serie de pruebas o experimentos a escala de laboratorio. En principio haríamos varias extracciones, combinando algunos tratamientos preliminares con diferentes condiciones de extracción. La experiencia previa de la persona que va a elegir los experimentos es muy importante para obtener buenos resultados. En estas condiciones es habitual operar con equipos de vidrio y con cantidades de unos 50 g de algas para cada ensayo. Para un trabajo normal es necesario tener entre 400 y 500 g de algas secas.

A continuación, siempre que se hayan obtenido resultados prometedores y se haya realizado una prueba de control de calidad simplificada, el siguiente paso debería ser la ejecución de una planta piloto.Una evaluación realizada en un laboratorio puede ser suficiente para una publicación científica pero en la industria, antes de trabajar en una fábrica, operamos una planta piloto de prueba con cantidades entre 750 gy 1 kg de algas secas en condiciones lo más similares posible a las del proceso industrial. Para realizar este ensayo es conveniente disponer de unos 5 kg de algas secas. Utilizando el agar obtenido en la planta piloto se realizan análisis completos, así como una evaluación del producto en aplicaciones prácticas. Para que esta evaluación sea útil es necesario el conocimiento de los procesos industriales de fabricación del agar, así como la experiencia de las especificaciones reales que exigen los diferentes mercados y las aplicaciones prácticas del producto.

Es fundamental que los agarofitos sean evaluados correctamente antes de iniciar operaciones en aquellos países que actualmente están estudiando sus recursos de algas. Para ello, una vez que se hayan estimado las cantidades de agarofitos de una parte de la costa, incluso aproximadamente, se debe evaluar la cantidad y calidad del agar en las algas en términos de su uso práctico. Para ello, es importante contar con la cooperación de fabricantes de agar experimentados.

Un punto muy importante a considerar es la forma en que se toman muestras representativas de grandes áreas de agarófitos. El muestreo no es tan fácil como parece. Para tener muestras representativas es necesario seguir los procedimientos de muestreo clásicos y tomar algunas precauciones especiales adicionales. La muestra debe empaquetarse inmediatamente en bolsas resistentes, impermeables y bien fijadas. Con demasiada frecuencia, las muestras se reciben en paquetes rotos que contienen algas extremadamente secas y, en muchos casos, con cantidades significativas de arena fuera de la bolsa y se esparcen por todo el paquete.

Una vez recibida la muestra en el laboratorio de control, se verifica la impermeabilidad de la bolsa plástica y se registra en el protocolo. A continuación, sobre alícuotas tomadas de forma que se garantice su composición homogénea, se deben realizar las siguientes determinaciones.

1. Humedad. Use un horno de secado a 65 & # 176C.

2. Determinación de algas puras.

Las algas se deben remojar en agua dulce durante al menos dos horas, con agitación, para eliminar la tierra y la arena que se decantan, filtran, secan y pesan por separado. Una vez que las algas están completamente hinchadas, los agarófitos deben separarse manualmente de todos los demás materiales como rocas, conchas, inclusiones calcáreas, otras algas, epífitas, restos vegetales diversos, madera, plástico, etc. Todos estos materiales deben secarse y pesarse. Luego, los agarófitos se lavan con agua hasta que estén transparentes (algunas muestras, particularmente Gracilaria, pueden contener arcilla). Cuando se limpian, se deben secar (en un horno a 65 ° C y 176 ° C) y se pesa el porcentaje de la muestra que es "alga pura".

3. Extracción: de una parte alícuota de la muestra.

Es imposible asignar un método de extracción general válido para cualquier agarofito. Durante muchos años hemos estado evaluando industrialmente una gran cantidad de lotes de agarofitos. Provienen de los cinco continentes e incluyen especies de Gelidium, Gelidiella, Pterocladia y Gracilaria. Sí sabemos que es imposible dar un método de extracción válido para cualquier agarofito para evaluar su rendimiento, obteniendo al mismo tiempo una calidad estándar que permita que la evaluación sea útil desde el punto de vista de la industria.

No obstante, trataremos de dar aquí ciertos procedimientos que son solo métodos de evaluación y no deben confundirse con procesos industriales.

Es aconsejable utilizar 50 go más en caso de que los agarofitos tengan un porcentaje de "algas puras" más bajo de lo habitual. Las condiciones de extracción (pH, temperatura, presión, tiempo, etc.) así como la relación alga: agua deben adaptarse en cada caso para intentar obtener un extracto con aproximadamente un 1% de agar.

Un método tradicional japonés para Gelidium es el siguiente. El alga (40 g) se lava tres veces. Luego se coloca en un vaso de precipitados con agua (40 ml, o más si es necesario, para cubrir las algas que se pueden aplanar). Ajustar a pH 4 con ácido acético. Después de 10 minutos se aumenta la temperatura y se mantiene cerca del punto de ebullición durante tres minutos. Se agrega agua para llevar el volumen total a 800 ml con esta dilución el pH aumenta a aproximadamente 6 a menos que se ajuste con ácido acético o una solución diluida de sosa cáustica. La extracción se realiza a una temperatura justo por debajo del punto de ebullición durante 3-4 horas, comprobando la textura de las algas para determinar el final de la extracción. A continuación, se filtra el líquido a través de un paño y se exprime el residuo. Tan pronto como el extracto gelifica, se somete a congelación o sinéresis, y luego se seca y se pesa.

En general, las algas Gelidium, Pterocladia o Gelidiella también se pueden evaluar como sigue. El alga se mezcla con una solución de carbonato de sodio (0,5%, solución de 30 ml por cada gramo de alga) y se mantiene a aproximadamente 90 ° C durante 30 minutos, permitiendo que el álcali se difunda en el alga. Las algas se lavan con agua corriente durante 10 minutos. Luego se extrae con agua, 30 ml por cada gramo de alga, ajustando el pH con ácido tartárico entre 4.8-8.0 dependiendo del tipo de alga y de las condiciones de extracción. Si la extracción se realiza en el punto de ebullición (sin presión) es habitual trabajar entre pH 4,8-6,0 y si se realiza bajo presión dependerá de la presión utilizada pero a 127 & # 176C (1,5 kg.cm -2) es habitual operar entre pH 6-8. La solución se filtra y el producto se termina, ya sea por congelación o sinéresis, y se seca.

En el caso de ciertas especies de Gracilaria, es necesario realizar lo que se llama una hidrólisis alcalina de sulfato, trabajando en condiciones alcalinas más fuertes para cambiar la L-galactosa 6-sulfato en 3,6-anhidro-L-galactosa. Para este propósito, la difusión se realiza con una solución de hidróxido de sodio (al menos 0,1 M) durante al menos una hora a una temperatura entre 80-97 & # 176C, pero con cuidado de no extraer el agar. La extracción que sigue se realiza con agitación a pH prácticamente neutro, sin presión (95-100 & # 176C), durante un tiempo muy variable según el tipo de Gracilaria utilizado, pero puede tardar varias horas.

Luego será necesaria una prueba de control analítico para verificar que el agar obtenido cumple con las especificaciones físico-químicas que se explicarán más adelante.

Los primeros estudios del agar mostraron que contenía galactosa, 3,6-anhidrogalactosa (Hands and Peats, 1938 Percival, Somerville y Forbes, 1938) y sulfato inorgánico unido al carbohidrato (Samec e Isajevic, 1922).

Los estudios estructurales se han basado en el fraccionamiento del agar por varios métodos, seguido de la hidrólisis química y enzimática. Los estudios de hidrólisis enzimática de W. Yaphe han sido de gran importancia. Posteriormente, los estudios espectroquímicos que utilizan espectroscopía infrarroja y espectroscopía de resonancia magnética nuclear, en particular 13 C n.m.r., han explicado muchos puntos importantes en la estructura de estos intrincados polisacáridos.

La espectroscopia infrarroja es el método más accesible para muchos laboratorios. La Figura 8a muestra diferentes bandas de absorción que se han caracterizado para el espectro de agar. También se muestran las bandas típicas de un espectro de carragenina (Figura 8b) porque muchos de sus usos importantes son similares a los del agar y los espectros son útiles para distinguir los dos. Las bandas a 1 540 y 1 640 cm -1 son especialmente notables. Provienen de las proteínas existentes en agar y sobre las que solo se han hecho algunos comentarios anteriormente. El pico de 890 cm -1 no se ha identificado hasta el momento.

N.M.R. es de gran importancia a la hora de estudiar estas estructuras. Sin embargo, la técnica es difícil y requiere 13 C n.m.r. equipos que sólo unos pocos laboratorios pueden permitirse. Para este tipo de trabajo es mejor consultar los artículos de W. Yaphe, publicados desde 1977 - por ejemplo, Bhattacharjee, Hamer y Yaphe, (1979) Yaphe (1984) Lahaye, Rochas y Yaphe (1986).

Ahora se considera que el agar consta de dos fracciones, agarosa y agaropectina. Araki (1937) los separó por primera vez y los resultados se publicaron en japonés, por lo que algunos investigadores no pudieron acceder fácilmente a ellos. Por ejemplo, Jones y Peats (1942) asignaron una estructura única al agar definiéndolo como un residuo de cadena D-galactosa larga, unido por enlaces 1,3-glicosídicos en la estructura propuesta, esta cadena estaba terminada por un residuo de L-galactosa unido a la cadena en C-4 y con C-6 semi-esterificado por ácido sulfúrico. Esta falsa estructura todavía se menciona en algunos libros sobre polímeros naturales e incluso en enciclopedias de reciente publicación.

El interés por la agarosa se perdió hasta que Hjerten, que trabajaba con Tiselius en la Universidad de Uppsala, comenzó a buscar un polisacárido eléctricamente neutro adecuado para electroforesis y cromatografía. Publicó un método mejorado de separación basado en el uso de sales de amonio cuaternario (Hjerten, 1962). Russell, Mead y Polson (1964) describieron una técnica para la preparación de agarosa usando polietilenglicol y más tarde esta fue patentada con Polson (1965) nombrado como el inventor. Ambos métodos dieron agarosa de pureza suficiente para permitir el estudio de su estructura.

La Figura 5 muestra el tipo y las cantidades relativas aproximadas de los residuos que pueden separarse de la hidrólisis total de agarosa.

La Figura 6 muestra que la agarosa es una molécula neutra de cadena larga formada por residuos de & # 98-D-galactopiranosa conectados a través de C-1 y C-3 con residuos de 3,6-anhidro-L-galactosa conectados a través de C-2 y C -4. Ambos residuos se repiten alternativamente. Los enlaces entre los monómeros tienen diferente resistencia a la hidrólisis química y enzimática. Los enlaces 1,3- y # 97 son hidrolizados más fácilmente por enzimas (Pseudomonas atlantica) y resultados neoagarobiose. Los enlaces 1,4- y # 98 se hidrolizan más fácilmente por catalizadores ácidos y producen unidades de agarobiosa. Sin embargo, los enlaces 1,4- y # 98 hacen que la cadena de polisacárido sea particularmente compacta y resistente a la rotura, como se encuentra en el peptidoglicano de las bacterias. El peso molecular asignado a la agarosa no degradada es aproximadamente 120 000. Este peso se ha determinado mediante mediciones de sedimentación y representa 400 unidades de agarbiosa (u 800 hexosa) unidas entre sí.


Agar nutritivo: composición, preparación y usos

El agar nutritivo es un medio nutritivo de uso general que se utiliza para el cultivo de microbios que favorecen el crecimiento de una amplia gama de organismos no exigentes. El agar nutritivo es popular porque puede cultivar una variedad de tipos de bacterias y hongos, y contiene muchos nutrientes necesarios para el crecimiento bacteriano.

Composición del agar nutritivo

0,5% de peptona

Es una digestión enzimática de proteína animal. La peptona es la principal fuente de nitrógeno orgánico para las bacterias en crecimiento.

0.3% extracto de carne / extracto de levadura

Son las sustancias solubles en agua las que ayudan al crecimiento bacteriano, como las vitaminas, los carbohidratos, los compuestos nitrogenados orgánicos y las sales.

Agar al 1,5%

Es el agente solidificante.

0,5% de NaCl

La presencia de cloruro de sodio en el agar nutritivo mantiene una concentración de sal en el medio similar al citoplasma de los microorganismos.

Agua destilada

El agua es esencial para el crecimiento y la reproducción de microorganismos y también proporciona el medio a través del cual se pueden transportar diversos nutrientes.

El pH se ajusta a neutro (7,4) a 25 ° C.

1. Suspenda 28 g de agar nutritivo en polvo en 1 litro de agua destilada.

2. Caliente esta mezcla mientras revuelve para disolver completamente todos los componentes.

3. Autoclave la mezcla disuelta a 121 grados Celsius durante 15 minutos.

4. Una vez que el agar nutritivo se haya esterilizado en autoclave, déjelo enfriar pero no solidifique.

5. Vierta agar nutriente en cada placa y déjelas en la superficie estéril hasta que el agar se solidifique.

6. Vuelva a colocar la tapa de cada placa de Petri y guarde las placas en un refrigerador.

1. Se utiliza con frecuencia para el aislamiento y purificación de cultivos.

2. También se puede utilizar como medio para producir los céspedes bacterianos necesarios para las pruebas de sensibilidad a los antibióticos. En realidad, las pruebas de sensibilidad a los antibióticos generalmente se realizan en medios especialmente formulados para ese propósito.

Cuatro placas de agar nutritivo que desarrollan colonias de bacterias Gram negativas comunes.
Fuente: Wikipedia

59 pensamientos sobre & ldquoNutrient Agar: composición, preparación y usos & rdquo

¿Para que se utilizan los componentes del agar nutritivo?

Suspensión de 28 g de agar nutritivo en polvo en 1 litro de agua destilada.

¿Cuál será la cantidad de medio necesaria para la preparación de 6 placas (25 ml de medio por placa)?

Se necesitarán 150ml del cultivo de agar de 1 litro

¿Cuál es un buen medio para las pruebas de sensibilidad a los antibióticos, el agar Mueller Hinton (MHA) o el agar nutritivo?

cómo cultivar Bascilius sp. en líquido y sólido de (proteasa, amilasa)

¿Se puede usar agar nutritivo para un recuento bacteriano total?

¿Qué cantidad de agar nutriente será necesario suspender en 500 ml de agua destilada?

Puede depender del fabricante de la marca de agar nutritivo que utilizará. Pero para todos los que he trabajado, se especificó que uno debería usar 28g / l, lo que significaría 14g / 500ml.

Para 1000 ml son 28 gramos, por lo tanto, 500 ml requieren 14 gramos de agar nutritivo con una adición adicional de agar al 0.5% para una mejor solidificación.

¿Puede Enterococcus faecalis crecer en agar nutritivo?

Necesitamos 14 g de agar nutritivo en polvo para agregar a 500 ml de agua destilada.

sí, puede crecer dependiendo del agar que se haya utilizado para hacer crecer las bacterias

Hola & # 8230 Me pregunto si puedo hacer una pregunta sobre mis problemas. Hice subcultivo de Bacteria Lignolytic, Selulotic y Cytophaga en Nutrient Broth. Pero el resultado la subcultura se vuelve roja. Sospeché que el subcultivo contiene E. coli. No estoy seguro de eso.

Ese% significa que para 1000 ml o 1 l necesita esa cantidad particular de cualquier sustancia, como peptona para Nam, que es de 5 g por 1000 ml. Ahora, si tiene que preparar una cantidad baja de medio, debe reducir el%. Aquí mencionaste que para 1l de medio tienes que agregar 1% de extracto de malta para 500lm de medio, será un 0,5% de extracto de malta. Así es como funciona.

¿Podría decirme exactamente para qué usamos el agar nutritivo?
Gracias

Minly se utiliza para el crecimiento de cultivos bacterianos.

Muestre la preparación del modo de composición y los tipos de medios de cultivo de organismos

¿Usaremos medio de agar nutritivo preparado sin cloruro de sodio?

He escuchado de varios cultivadores preparar esto con levadura de cerveza, polen de abejas y coco rallado. Mezclas el polen y el coco. Luego agrega la levadura de cerveza. Todo esto se mezcla con la mezcla de agar y debe prepararse antes de comenzar con el agar. agregue 5% de yeso y 5% de carbón activado según su medida. Entonces en gramos. También esta es una receta para cultivar hongos. Este sería un sustrato con pH balanceado y estaría cargado con una mezcla de polisacáridos complejos, omega-3, los beneficios inmunológicos del polen de abejas. Una vez que vierta los platos, déjelo enfriar como dice esta instrucción. Sin embargo, es necesario pasteurizar, no esterilizar. La razón es porque matas todos los microbios buenos y malos. Cuando pasteurizas matas lo malo y dejas lo bueno. Por lo tanto, se recomienda cocinar a presión a 0 psi y me disculpo, solo sé ° F, pero lo lleva a 145 y luego baja o apaga el fuego. El calor seguirá subiendo hasta entre 165 y 175 ° F. Después de que esto se enfríe a aproximadamente 70 ° F, inoculará las placas de agar y cerrará las tapas por última vez con cinta de polipropileno. Esto, a mi entender, es una mezcla maestra para agar. Apodado WhittingtonsMastersMix o WMM para abreviar y # 8230 no dude en copiar la receta. Cualquiera puede hacer esto en casa. Espero que la investigación sobre los hongos medicinales continúe expandiéndose o la salud, o la longevidad, nuestros nervios, por favor, consiga algunas investigaciones sobre Chaga, Reishe, Lions Mane o Gametes Trametes, mejor conocido como cola de pavo. También mire los estudios que se están realizando en Oakland sobre los hongos Psilocybe como la nueva ley que despenalizó los hongos y otras plantas. ¡El momento de investigar es ahora! ¡¡Y recuerda!! INTENTAR ES IMPODEROSO, ES UN PIE HACIA ADENTRO Y UN PIE HACIA FUERA. ES INDECISIÓN. ES TU MISMO PONERSE EN TU CAMINO. ES INDECISIÓN. DECIDE HACERLO. EL PODER DE RECUPERAR EL CONTROL DE SU VIDA ES TOMAR LA PROPIEDAD DE SUS ACCIONES Y RESPONSABILIDADES. NO HAY PRUEBA, SOLO HAY HACER. Les deseo todo lo mejor en la vida, en el amor, en la salud en todas sus & # 8217 formas. Paz y bendiciones. ¡Que su conciencia esté siempre hambrienta de crecimiento!

Si es posible, ¿podrías agregarme al grupo? Soy un aspirante a microbiólogo y espero obtener más información o incluso ayudar en el campo y en mis estudios. Gracias, 07756316834.

Buenos días, por favor estoy interesado en unirme al grupo de whatsapp para microbiólogos. Aquí & # 8217s mi no.pls agréguelo. 07030151444. Gracias

Dos tipos ke bacterias gram positivas y gram negativas

Los agar provienen de una planta de agar enorme conocida como kelps. Se cuecen con ácido diluido y se filtran, el líquido ácido se neutraliza y enfría para obtener un gel agal

¿Cuáles son las características de un agar de alta calidad para el crecimiento bacteriano?

Para un medio de 1 L, necesitamos 0,4% de extracto de levadura, 1% de extracto de malta y 0,4% de glucosa.

Mi pregunta es: ¿Qué significa%?
Gracias.

Para preparar 1 L de medio necesitamos extracto de levadura al 0,4%. extracto de malta al 1% y glucosa al 0,4%.

Mi pregunta es: ¿qué significa%?
Gracias.

0,4% de 1000 ml de medio es 0,48 * 1000/100 = 4 g / litro de soluto.
1% de 1000 ml de medio es 1 * 1000/100 = 10 gm / Lt.

¿Estás bromeando con Ritesh Sharma?
0.48 * 1000/100 = 4gm & # 8230.cómo amigo & # 8230
Será 0,48 * 1000/100 = 4,8 g

¿Qué hay de agregar la fórmula química?

¿Qué pasa con el caldo de nutrientes? Composición

No sé sobre eso, pero puede agregar un antibiótico de amplio espectro para evitar la acumulación de bacterias en sus platos.

¿Cuáles son las diferencias básicas entre todos los medios de cultivo?
Y qué medios de cultivo se utilizarían para cada cual.

Señor, he utilizado agar nutritivo para el cultivo de hongos & # 8230. Antes de usar PDA para cultivo, era gud & # 8230. Pero encontré mucha contaminación bacteriana en mi cultivo de agar nutritivo & # 8230. ¿La composición del extracto de carne obstaculiza la proliferación de hongos y favorece a las bacterias?

cómo los microbios obtienen contenido de agua mientras se cultivan en las placas de agar nutritivo

agua de peptona, caldo nutritivo y agar nutritivo. medios de uso general no enriquecidos.

Es un medio que apoya el crecimiento de bacterias pero no necesita nutrientes.

¿Puede utilizarse este medio basal para la supervivencia bacteriana?

cómo subcultivar B.pulimnus

Hola tengo una pregunta Si se cultiva una herida en la pierna y se coloca en un agar nutritivo, agar selectivo y agar diferencial, ¿qué se espera que muestre?

¿Cuál es el principio o la acción de los medios nutritivos?

Hola ! Salí como un rayo del agua de remojo de batata y tenía colonias rojas y colonias blancas que se volvieron un tipo de agar nutritivo de color verde. Por favor, ¿qué tipo de organismos son estos? Ambos se tiñen con grampositivos.

si ambos son gram positivos

Agar nutritivo favorecido 4 Bacterias no fastidiosas
Agar sangre utilizado para detectar bacterias que producen enzimas para descomponer los glóbulos rojos
El agar mac conkey favoreció a las bacterias de 4 gramos y # 8211
agar sabouraud favoreció 4 hongos
agar lowenstein jensen favoreció 4 mycobacterium tuberculosis
Agar salmonella shigella favorecido en el aislamiento de salmonella y ampshigella

1.Medios basales
2.Medios enriquecidos
3.medios selectivos
4.Medios de enriquecimiento
5.medios diferenciales

la composición y las funciones fueron útiles. pero realmente no entiendo el extracto de carne, ¿podría explicarme más? hiciste un buen trabajo. mi nombre es Anie, estudiante de microbiología de 19 años, actualmente estoy en mi tercer año en la Universidad

entre los tipos de medios que tenemos, alguien me puede ayudar y decirme el tipo de microorganismo al que cada medio favorece el crecimiento
por ejemplo, el agar nutritivo favorece el crecimiento de & # 8230 ..

qué colorante se utiliza para el agar nutritivo

¿De qué color es el agar nutritivo?

Acérquese a la práctica, y la placa de Petri puede ver el color después de la inoculación y el cultivo.

Señor señora,
¿Podrías decirme cuáles son las técnicas microbianas? Simplemente enumere el nombre de las técnicas para que pueda aprenderlo desde lo básico.

¿Podrías decirme cuáles son las técnicas microbianas? Simplemente enumere el nombre de las técnicas para que pueda aprender de los conceptos básicos.

buenas noches
Me pregunto acerca de preguntas como las colonias de Pseudomonas aeruginosa en agar nutritivo.


4.6: Cubos de agar (preparación) - Biología

PROCEDIMIENTOS DE LABORATORIO PARA MICROORGANISMOS

Preparación y almacenamiento de medios de cultivo

Precauciones: medios deshidratados
Luz
Humedad
Temperatura y tiempo

Preparación de medios deshidratados
Reconstitución de medios deshidratados
Esterilización de medios de cultivo.
Controles de esterilización
Efectos de sobrecalentamiento
Tabla de fallas y posibles causas en la esterilización de medios

Preparación de medios esterilizados

Almacenamiento de medios preparados

Precauciones en el uso y eliminación de medios preparados

Precauciones: medios deshidratados

Pruebas de control de calidad de laboratorio de usuario en medios preparados

Los medios de cultivo deben almacenarse a la temperatura especificada, en condiciones especificadas y no más que los períodos de vida útil apropiados para cada producto. Las condiciones de almacenamiento y la fecha de caducidad de cada producto se muestran en las etiquetas o prospectos del producto, pero las siguientes reglas generales ayudarán a garantizar que se mantengan en un entorno óptimo. Al almacenar productos, anote las fechas de caducidad de la vida útil en las etiquetas y utilice los productos en orden de lote / número de lote.

Todos los medios de cultivo preparados y sus componentes deben almacenarse lejos de la luz y debe evitarse en todo momento la exposición a la luz solar directa.

Los recipientes de vidrio y plástico sellados no se ven afectados por la humedad normal del laboratorio. Los contenedores abiertos de polvos deshidratados se verán afectados por la alta humedad. Las salas de preparación de medios calientes y humeantes no son entornos adecuados para almacenar recipientes de medios de cultivo, en particular recipientes que se abren y cierran con frecuencia. Un cuarto frío adyacente o un armario de almacenamiento adecuado son áreas de almacenamiento preferibles.

Las condiciones de temperatura de almacenamiento de los medios de cultivo y sus componentes varían ampliamente. Las siguientes agrupaciones de productos ayudarán a diferenciar los distintos requisitos.

Medios de cultivo: Los recipientes sellados y sin abrir deben almacenarse a temperatura ambiente entre 15 y 20 ° C. Los recipientes abiertos deben tener la tapa o la tapa reemplazados con cuidado y de forma segura. Es importante que los envases abiertos se almacenen en una atmósfera seca a temperatura ambiente. Periodo de validez de 1 a 5 años.

Medio de caldo preparado: Almacenar a 2-8 ° C. No permita que los productos se congelen. Periodo de validez de 6 meses a 2 años.

Placas preparadas de medio de cultivo: las placas vertidas de medio de agar son especialmente vulnerables a la infección, la deshidratación y la degradación química. La preparación y el almacenamiento asépticos son esenciales para proteger las placas de la infección microbiana. Las pérdidas de agua durante el almacenamiento se pueden minimizar mediante envoltorios impermeables y / o almacenamiento a 2-8 ° C. Degradación química, p. Ej. oxidación o pérdida antimicrobiana, puede retardarse mediante la protección contra la luz, el calor y la deshidratación.

Sin embargo, es importante controlar el almacenamiento de las placas preparadas mediante pruebas de control de calidad para que se pueda detectar cualquier deterioro y determinar con precisión el período de almacenamiento. Las pruebas de pesaje simples de placas frescas y almacenadas determinarán la tasa de pérdida de humedad. Una pérdida de peso superior al 5% indicará una pérdida significativa de agua.

Kits de generación de gas: Almacenar a 2-8 ° C en un lugar seco. No almacene estos kits a temperaturas más altas durante períodos prolongados. Periodo de validez 3 años.

Reactivos estériles: Almacenar a 2-8 ° C, excepto que el suero de caballo se almacena entre -20 a + 8 ° C.

Discos de susceptibilidad: Almacenar a -20 ° C pero mantener el stock de trabajo a 2-8 ° C. Periodo de validez de 1 a 2 años.

Preparación de medios deshidratados

Los medios deshidratados son higroscópicos y sensibles a la humedad, el calor y la luz. Se ven afectados negativamente por cambios drásticos de temperatura, p. Ej. temperaturas cíclicas de frío / calor que pueden ocurrir entre las temperaturas de laboratorio diurnas y nocturnas en invierno.

Las condiciones de almacenamiento generalmente se indican en la etiqueta del producto y deben seguirse.

1 & # 9 Escriba en la etiqueta la fecha de recepción en el laboratorio.

2 & # 9 Almacene como se indica en la etiqueta generalmente por debajo de 25 ° C en un área seca, lejos de la luz solar directa, autoclaves, hornos de secado u otras fuentes de calor.

3 & # 9 Compruebe la fecha de caducidad en la etiqueta, algunos medios tienen una vida útil significativamente más corta que otros.

4 & # 9 Utilice stock en orden de lote / número de lote. No abra una botella nueva hasta que se haya vaciado la botella anterior. Anote en la etiqueta la fecha en que se abrió el envase por primera vez. Después de su uso, asegúrese de que el recipiente esté bien cerrado y devuélvalo al área de almacenamiento designada.

5 & ​​# 9 Solicite el medio en un recipiente de tamaño adecuado y en una cantidad que se ajuste a los requisitos de uso normal. Un medio en un recipiente grande que se ha abierto muchas veces se deteriorará durante el almacenamiento. Deseche el medio si el polvo no fluye libremente, si el color ha cambiado o si parece anormal de alguna manera.

Reconstitución de medios deshidratados

Las instrucciones completas para la preparación de los medios de cultivo se encuentran en la etiqueta de cada frasco. Como regla general, es aconsejable preparar solo el requisito de una semana.

1 & # 9 Utilice siempre agua destilada o desionizada recién preparada. Use agua tibia (50 ° C) para acelerar la solución del medio. Enjuague todo el material de vidrio con agua destilada / desionizada y asegúrese de que los recipientes estén limpios y libres de productos químicos tóxicos que puedan absorberse en la superficie del vidrio, p. sales biliares, telurito, selenito, etc.

2 & # 9 Prepare el medio en un recipiente aproximadamente el doble del volumen final del medio para permitir una mezcla adecuada. Siga las instrucciones dadas en la etiqueta de cada producto.

3 & # 9 Abra el recipiente del medio de cultivo lejos de corrientes de aire y humedad. Evite inhalar el polvo y el contacto prolongado con la piel. Pese el polvo de forma rápida, precisa y sin crear "nubes de polvo". Vuelva a cerrar el recipiente lo antes posible. Vierta la mitad del volumen requerido de agua destilada en el recipiente, luego la cantidad pesada de medio y agite enérgicamente durante unos minutos. Vierta el resto del agua destilada por los lados del recipiente para lavar cualquier medio adherente de nuevo en la solución. Este es un paso importante porque los medios de cultivo secos en polvo por encima del nivel del agua pueden no esterilizarse en el autoclave y pueden ser una fuente de contaminación.

Los medios sin agar generalmente se disuelven con una agitación suave. Los medios que contienen agar deben calentarse para disolver el agar antes de esterilizarlos en autoclave. Lleve el medio a ebullición sin quemar ni quemar. La mayoría de los medios de cultivo requerirán una esterilización final en un autoclave a 121 ° C durante 20 minutos.

El fabricante ha ajustado el pH del medio deshidratado para que el pH final del medio preparado cumpla con la especificación de la etiqueta cuando el medio se haya enfriado a 25 ° C. No ajuste el pH de los medios deshidratados antes de la esterilización.

Esterilización de medios de cultivo.

Aunque la esterilización de los medios de cultivo se lleva a cabo mejor en un autoclave de vapor a temperaturas entre 121-134 ° C, debe reconocerse que el proceso de calentamiento provoca daños en el medio.

El tratamiento térmico de medios de cultivo complejos que contienen péptidos, azúcares, minerales y metales da como resultado la destrucción de nutrientes, ya sea por degradación térmica directa o por reacción entre los componentes del medio.

También se pueden formar productos tóxicos causados ​​por la quimiooxidación durante el tratamiento térmico. Por lo tanto, es importante optimizar el proceso de calentamiento de modo que un medio sea estéril después del calentamiento pero que se cause un daño mínimo a los ingredientes del medio. Como regla general, se acepta que los procesos de corta duración y alta temperatura son más letales para los organismos y menos dañinos químicamente que los procesos más largos y de baja temperatura, p. Es preferible 3 minutos a 134 ° C a 20 minutos a 115 ° C.

En cada etiqueta se proporciona una instrucción general para esterilizar los medios de cultivo en volúmenes de hasta un litro a 121 ° C durante 20 minutos. Sin embargo, los autoclaves varían en rendimiento y se deben realizar pruebas de termopar utilizando diferentes volúmenes de medio para determinar los tiempos de "calentamiento y enfriamiento". Será fundamental hacer esto cuando se preparen volúmenes de medios superiores a dos litros. Para evitar el sobrecalentamiento de unidades de medio de gran volumen, los períodos de 'calentamiento' y 'enfriamiento' se integran normalmente en el tiempo de mantenimiento de 121 ° C.

El ciclo de esterilización se puede dividir en sus cuatro etapas:

Etapa 1 20 -121 C Tiempo de calentamiento de la cámara

El tiempo de calentamiento de la cámara depende de la eficiencia del autoclave (descarga de aire / entrada de vapor) y del tamaño de la carga en la cámara. El tiempo requerido para esta etapa se mide con una sonda registradora ubicada en la válvula de descarga de aire ubicada en la base de la cámara.

Etapa 2 & lt100 -121 C Tiempo de penetración de calor del recipiente medio

El tiempo de penetración del calor depende principalmente del volumen de los contenedores individuales, aunque la forma y las propiedades de transferencia de calor de los contenedores pueden afectar esta etapa. El tiempo necesario para que el volumen medio alcance los 121 ° C se mide con termopares colocados en el centro del recipiente más interno.

Volumen (ml) en botellas de vidrio y # 9 Tiempo (min)

Estos tiempos suponen que los medios de agar se han disuelto antes de esterilizarlos en autoclave. También se supone que es posible una exposición máxima al vapor. Por lo tanto, aunque la botella única de 100 ml requirió 12 minutos para alcanzar los 121 ° C, cuando se colocó en una caja con otras botellas requirió 19 minutos y cuando se colocó en el centro de las cajas apiladas requirió 30 minutos.

Etapa 3 121 -121 C Tiempo de mantenimiento a la temperatura prescrita

El tiempo de retención a 121 ° C depende de (i) el número de organismos originalmente presentes en el medio (ii) el número fraccional de un organismo que se presume presente después del calentamiento, p. Ej. N = 0.001 equivalente a que una botella de cada 1000 botellas calentadas se contaminen (iii) la constante de tasa de muerte térmica del presunto organismo presente a 121 ° C.

Los tiempos de espera recomendados son:

Temperatura (° C) & # 9121 & # 9126 & # 9134

Etapa 4 121 ° C - 80 ° C Tiempo de enfriamiento para que la cámara alcance los 80 ° C

El tiempo de enfriamiento depende del tamaño de la carga en la cámara y la tasa de pérdida de calor del autoclave. Los aerosoles de agua se utilizan para acelerar el enfriamiento en los esterilizadores comerciales, pero se requiere un control muy cuidadoso para evitar la fractura de la botella y la entrada del aerosol de enfriamiento en el medio esterilizado. El último problema se produce cuando el vacío formado en el espacio superior durante el enfriamiento aspira fluido refrigerante contaminado por la rosca de la tapa y hacia el interior de la botella.

Los autoclaves de medios de cultivo no deben estar etiquetados y deben tener una capacidad de cámara moderada. Los cierres térmicos de las puertas deben evitar que se abran cuando la temperatura de la cámara sea superior a 8 ° C, pero incluso en estas circunstancias se debe tener cuidado para evitar un choque térmico repentino al sacar las botellas de vidrio de líquido caliente del autoclave. Cuando se colocan recipientes con tapón de rosca en un autoclave, los tapones deben tener media vuelta libre para permitir el escape del aire caliente. Cuando se retire del autoclave, los recipientes deben dejarse enfriar en un gabinete de flujo de aire laminar. Alternativamente, los recipientes con tapón de rosca se pueden esterilizar en un frasco que está cubierto por un trozo de fieltro que protege eficazmente los recipientes de la infección por microorganismos transportados por el aire. Los tapones se enroscan firmemente después de que el contenido se haya enfriado a temperatura ambiente.

Todos los autoclaves deben revisarse en períodos de tiempo fijos para asegurarse de que funcionan de manera eficiente. Se deben realizar mediciones físicas en las lecturas de temperatura y presión, se debe verificar la calidad del vapor, se debe determinar la eficiencia de las trampas de aire 'cercanas al vapor' en la base del autoclave y se deben verificar las válvulas de seguridad. Las inspecciones obligatorias de los autoclaves como recipientes a presión normalmente se llevan a cabo anualmente por especialistas bajo las instrucciones de las aseguradoras de dichos aparatos. Con autoclaves de laboratorio pequeños, esta inspección no es obligatoria.

Los indicadores químicos mostrarán la temperatura alcanzada o excedida y algunos indicarán el tiempo mantenido a la temperatura especificada. La esterilización en autoclave suele ser evidente porque la falta de destrucción de todas las esporas bacterianas presentes de forma natural en los medios deshidratados (la "carga biológica") permitirá que se produzca el crecimiento en el medio almacenado o incubado. Siempre se debe sospechar el fracaso de la esterilización cuando se produce la contaminación de los medios preparados con organismos que se esparcen. Los indicadores biológicos de esterilización demostrarán la capacidad del autoclave para destruir las esporas bacterianas.

El sobrecalentamiento es una causa común de variación del pH, oscurecimiento, precipitación, poca fuerza del gel y rendimiento bacteriológico reducido. Estos efectos también se pueden producir si se calienta un 'grupo' concentrado de ingredientes en el fondo del recipiente. Todos los medios de cultivo deben estar en solución antes de la esterilización. Esto reducirá la aparición de reacciones de tipo Maillard (pardeamiento no enzimático) que tienen lugar en el medio.

Se producirán efectos de sobrecalentamiento si se permite que los medios de agar gelifiquen en botellas y luego se cuecen al vapor para derretir el agar. También ocurrirán si los medios fundidos se mantienen a 50 ° C durante más de 3 horas antes de su uso. Los medios de agar con valores de pH iguales o inferiores a 5,0 son muy sensibles al sobrecalentamiento en cualquier forma porque el agar se hidroliza y la resistencia del gel falla. Se recomienda esterilizar el agar de los medios de un pH inferior a 5,0 por separado.

La mayoría de las dificultades en la esterilización de medios de cultivo ocurren cuando se deben procesar grandes volúmenes unitarios de medio (& gt2 litros). La mejor solución a este problema es el uso de un preparador de medio de cultivo. Estos procesadores semiautomáticos, fabricados por New Brunswick y otros fabricantes, superan el problema de la mala penetración del calor en el agar mediante una agitación o agitación continua del medio durante la fase de calentamiento. Dichos preparadores reducirán significativamente el tiempo requerido para la esterilización a 121 ° C o en algunos modelos a 134 ° C. Se recomiendan encarecidamente debido a su alta eficacia y al mínimo daño a los medios de cultivo.

Tabla de fallas y posibles causas en la esterilización de medios

Prueba de pH realizada por encima de 25 ° C. Sobrecalentamiento por esterilización prolongada, refundición o un período demasiado largo a 50 ° C. Solución incompleta de medio. Agua o recipientes de mala calidad. Medio deshidratado almacenado incorrectamente o más allá de la vida útil indicada.

Agua o recipientes de mala calidad. Sobrecalentamiento o almacenamiento prolongado a 50 ° C. Valor de pH incorrecto. Solución incompleta.

Sobrecalentamiento, solución incompleta o desviación del pH. Presencia de fosfato además de glucosa u otros azúcares y agar.

Agar no en solución, mal mezclado, almacenamiento prolongado a 50 ° C. Sobrecalentamiento a valores de pH bajos. Error en el pesaje o sobredilución con inóculo o suplementos de medios. pH demasiado bajo para agar.

Calentamiento prolongado y excesivo, solución incompleta. Sustancias inhibidoras en agua o recipientes. Oscurecimiento y deriva del pH.

Preparación de medios esterilizados

Los medios líquidos esterilizados en sus envases finales deben enfriarse a temperatura ambiente lo más rápido posible. A continuación, se deben apretar los tapones de rosca.

Los recipientes de medio de agar esterilizados deben colocarse en un baño de agua a 50 ° C y dispensarse el medio tan pronto como alcance esta temperatura, o en un plazo máximo de 3 horas en el baño. El medio debe mezclarse completamente, sin formación de burbujas, y dispensarse asépticamente en recipientes estériles. No exponga las placas con medio de agar a la luz solar, ya que provoca una condensación excesiva en las tapas y puede provocar la formación de sustancias inhibidoras por fotooxidación.

Los suplementos termolábiles deben agregarse al medio después de que se haya enfriado a 50 ° C. Deje que el suplemento estéril alcance la temperatura ambiente antes de agregarlo al medio de agar. Los líquidos muy fríos pueden hacer que el agar gelifique o forme escamas transparentes que se pueden ver fácilmente, p. Ej. en agar enriquecido con sangre. Mezcle todos los suplementos en el medio de manera suave y completa, luego distribúyalos en los recipientes finales lo más rápido posible.

La sangre utilizada para la preparación de agar sangre debe estar lo más fresca posible y debe haberse almacenado a 2-8 ° C (la sangre no debe congelarse). Caliente la sangre en una incubadora a 35 ° C antes de agregarla a la base de agar fundido estéril, que se ha enfriado a 40-45 ° C. Una mezcla adecuada en un vaso grande con espacio de cabeza es esencial para asegurar la aireación de la sangre. Las placas de sangre mal oxigenadas son de color violáceo, mientras que el agar sangre adecuadamente aireado es de color rojo cereza. Se recomienda usar sangre desfibrinada en lugar de sangre que contenga un anticoagulante.

Almacenamiento de medios preparados

La vida útil recomendada de los medios de cultivo preparados varía considerablemente. Los frascos con tapón de rosca de caldo nutritivo y agar se pueden almacenar durante 6 meses a baja temperatura ambiente (12 a 16 ° C). Es importante almacenar todos los medios lejos de la luz. Las placas de agar deben almacenarse a 2-8 ° C en recipientes sellados para evitar la pérdida de humedad. NO CONGELAR.

Los medios frescos son mejores que los medios almacenados, por lo tanto, evite tiempos de almacenamiento prolongados. Algunos agentes selectivos de betalactámicos muy lábiles tienen una vida activa muy corta y los medios que contienen dichas sustancias deben usarse a los pocos días de su preparación.

Es una buena práctica de laboratorio establecer la vida útil de todos los medios preparados y sellar la fecha en los envases o soportes según corresponda.

La pérdida de humedad de las placas de agar es una causa común de desempeño bacteriológico deficiente. No preincube todas las placas durante la noche como control de esterilidad. Solo las placas obviamente húmedas requieren un secado previo a la inoculación.

Asegúrese de que todas las placas se incuben en un ambiente húmedo.

Examine los medios preparados antes de la inoculación. Busque evidencia de contaminación, relleno desigual o burbujas en la superficie del agar, cambios de color, hemólisis y signos de deshidratación como encogimiento, agrietamiento y pérdida de volumen. Deseche las placas o tubos defectuosos.

Precauciones en el uso y eliminación de medios preparados

Debe reconocerse que la inoculación de bacterias en los medios de cultivo, deliberada o accidentalmente, conduce a la producción de un gran número de organismos. Las concentraciones altas de cualquier organismo son potencialmente peligrosas y deben eliminarse de manera segura mediante métodos aprobados.

Todas las muestras infectadas y los medios de cultivo inoculados deben ser manipulados únicamente por personal calificado que haya sido capacitado en procedimientos microbiológicos. Dicho personal debe asegurarse de que todas las muestras y cultivos bajo su cuidado se manipulen adecuadamente y finalmente se esterilicen en autoclave antes de su eliminación. Cualquier aparato utilizado y contaminado debe desinfectarse o esterilizarse de forma segura, lo que es particularmente importante cuando dicho aparato debe ser reparado o sacado del laboratorio.

También debe tenerse en cuenta el entorno en el que se manipulan los cultivos microbiológicos. La mayoría de los países tienen categorías de organismos que se dividen en aquellos que pueden manipularse en el laboratorio microbiológico general, aquellos que requieren condiciones especiales de laboratorio y para los organismos más peligrosos se requiere un ambiente totalmente contenido y altamente protegido. Puede ser un delito no observar estas reglas y regulaciones. Cuando utilice medios de cultivo, siempre etiquete o identifique el recipiente con los detalles de la muestra antes de la inoculación.

Inocular el medio mediante técnicas asépticas e incubar en las condiciones adecuadas.

Examine el medio después de la incubación en busca de evidencia de crecimiento microbiano y lleve a cabo los procedimientos apropiados de aislamiento e identificación.

Precauciones: medios deshidratados

La mayoría de los productos suministrados no presentan riesgos conocidos, excepto los asociados habitualmente a los polvos finos. Sin embargo, para evitar el riesgo de inhalar polvo fino, se recomienda el uso de máscaras mientras se manipulan medios deshidratados. La mascarilla elegida debe funcionar al nivel del Estándar Británico No. 6016. El tipo de mascarilla fabricado por 3M Corporation sería adecuado para este propósito.

Las hojas de datos de peligro están disponibles para productos individuales.

Los medios de cultivo deshidratados suministrados en forma de polvo, gránulos o tabletas no deben ingerirse. Los polvos no deben inhalarse porque puede producirse irritación del tracto respiratorio superior, especialmente con productos de sales biliares. Para evitar erupciones cutáneas leves, evite el contacto prolongado con el polvo. Los productos en polvo, si se derraman, se pueden barrer y eliminar de la forma habitual. Cualquier residuo debe lavarse con abundante agua fría.

Hay algunos productos que contienen sustancias tóxicas y deben tratarse con cuidado.

1 & # 9Medios que contienen sales de talio. Estos productos están etiquetados como VENENO.

Las sales de talio son muy tóxicas por inhalación o por ingestión y existe el peligro de efectos acumulativos. Los productos que contienen sales de talio deben mantenerse alejados de alimentos, bebidas y piensos. Utilice siempre una máscara y guantes cuando manipule el polvo.

2 & # 9 Medios que contienen azida sódica

Estos productos contienen menos del 1% de azida sódica y tienen baja toxicidad. Algunas personas, sin embargo, tienen una mayor sensibilidad a la azida y, por lo tanto, podrían reaccionar ante una exposición accidental al producto. Se deben tomar precauciones para evitar la ingestión o inhalación del polvo. Utilice siempre guantes, mascarilla y protección para los ojos.

La azida de sodio reacciona con muchos metales, especialmente el cobre, para producir azidas metálicas explosivas. Cuando se lavan productos que contienen lavabos con azida, es esencial que se utilice suficiente agua para evitar que el polvo permanezca en contacto con las tuberías y los conductos. La misma precaución se aplica a cualquier solución biológica que contenga azida de sodio como conservante.

3 & # 9 Biselenita de sodio. Este producto está etiquetado como TÓXICO.

Es corrosivo al contacto con la piel y produce efectos tóxicos si se inhala o ingiere. Se han sugerido efectos teratogénicos.

Este compuesto, preparado en viales de suplemento, alcanza una concentración que se considera tóxica y se etiqueta en consecuencia. Sin embargo, cuando se diluye en el medio de cultivo, su concentración cae por debajo del nivel mínimo considerado peligroso. Al reconstituir viales que contienen niveles tóxicos de cicloheximida, es importante asegurarse de que la solución del vial no toque la piel y evitar la creación de aerosoles que permitirían inhalar el compuesto. Se recomiendan guantes protectores y mascarilla al usar estos viales.

Pruebas de control de calidad de laboratorio de usuario en medios preparados

Las pruebas de control de calidad deben ser realizadas por el laboratorio del usuario final para asegurar que las características de desempeño del medio están dentro de las especificaciones y que la metodología de preparación del medio es satisfactoria.

Cada lote / lote de medio preparado debe someterse a un programa de pruebas mínimo que garantizará que sea aceptable y demostrará un comportamiento bacteriano típico.

Valor de pH 1 y # 9: compruebe que el pH del medio preparado, cuando se prueba en su forma final a temperatura ambiente (25 ° C), se encuentre dentro del rango indicado en la etiqueta del producto. El medio debe desecharse si el valor de pH se encuentra fuera del rango especificado.

2 y # 9 Esterilidad: se debe incubar una muestra representativa de cada lote / lote de medio durante 2-5 días a 35-30 ° C y 50-55 ° C. Como regla general, para un lote de 100 unidades o menos, se debe analizar una muestra del 3-5%. Para un lote más grande, se toman 10 placas o tubos al azar. No debe haber evidencia de crecimiento microbiano después de la incubación. Deseche todas las muestras de esterilidad cuando se hayan completado las pruebas.

3 & # 9 Rendimiento del crecimiento: pruebe las propiedades de soporte del crecimiento del producto inoculando el medio con cultivos madre apropiados y / o aislados frescos. Utilice un procedimiento de inoculación estándar y examine los resultados cuantitativos y cualitativos obtenidos. Si está probando nuevos lotes / lotes de medios, inocule los lotes antiguos y nuevos en una prueba y compare el rendimiento de los dos lotes uno al lado del otro.

Estabilidad 4 y 9: realice periódicamente los procedimientos anteriores en los medios preparados almacenados para determinar si las condiciones de almacenamiento darán resultados óptimos.

NOTA: Si un medio no cumple con las expectativas y se han seguido todas las recomendaciones del fabricante, se deben seguir los siguientes pasos: (1) registrar la naturaleza del problema y el método de preparación del medio (2) anotar el lote / número de lote y fecha de recepción (3) llamar al departamento de Servicios Técnicos del proveedor.

& # 9 (reproducido, con pocos cambios, de The Oxoid Manual, sexta edición, 1990)

Directrices preparadas para CABRI por DSMZ, CBS y BCCM, 17 de mayo de 1998
Diseño de página por CERDIC
Copyright CABRI, 1998

& copy The CABRI Consortium 1999-2013.
Este trabajo no puede reproducirse total o parcialmente sin el permiso expreso por escrito del consorcio CABRI.
Sitio mantenido por Paolo Romano. Última revisión en abril de 2013.


Recursos

(M) SDS - Fichas de datos de seguridad (de materiales)

  • (M) SDS - Agar nutritivo

Ciencias de la vida

  • Crecimiento bacteriano en agar MacConkey
  • Introducción a la técnica estéril

Soporte de producto

  • Guía de referencia de bacterias y medios
  • Manual de técnicas para estudiar bacterias y hongos

¿Qué es un agar nutritivo?

Es un agar de uso general específicamente, un medio nutritivo utilizado principalmente para cultivar microbios y apoyar el crecimiento de una gran variedad de organismos no selectivos. Es el tipo de agar más popular debido a su capacidad para cultivar una variedad de bacterias y hongos. Contiene los nutrientes esenciales necesarios para el crecimiento de bacterias.

El agar nutritivo es un medio complejo. Es perfecto para el cultivo de bacterias heterótrofas no selectivas. Estas bacterias no pueden producir sus propios alimentos y no son selectivas en lo que respecta a sus fuentes de alimentos. Muchas bacterias que causan enfermedades no son fastidiosas. El agar nutritivo, al ser un medio complejo, es el medio ideal para el crecimiento y cultivo de bacterias. (3, 4, 5 y 6)

Imagen 3:Las composiciones de agar nutritivo.

Fuente de imagen:slideplayer.com

Imagen 4:Agar nutritivo como medio de crecimiento.

Fuente de imagen:bigcommerce.com


4.6: Cubos de agar (preparación) - Biología

Una descripción breve y simplificada de la extracción de agar de las algas marinas es que las algas marinas se lavan para eliminar las materias extrañas y luego se calientan con agua durante varias horas. El agar se disuelve en el agua y la mezcla se filtra para eliminar las algas residuales. El filtrado caliente se enfría y forma un gel (gelatina) que contiene aproximadamente un 1 por ciento de agar. El gel se rompe en pedazos y, a veces, se lava para eliminar las sales solubles y, si es necesario, se puede tratar con lejía para reducir el color. Luego, el agua se elimina del gel, ya sea mediante un proceso de congelación-descongelación o exprimiéndolo con presión. Después de este tratamiento, el agua restante se elimina secando en un horno de aire caliente. A continuación, el producto se muele hasta un tamaño de partícula adecuado y uniforme.

Sin embargo, para una mejor comprensión del proceso, es necesario describir algunos de los detalles y dificultades.

Existen algunas diferencias en el tratamiento de las algas antes de la extracción, según el género utilizado. Gelidium simplemente se lava para eliminar arena, sales, conchas y otras materias extrañas y luego se coloca en tanques para su extracción con agua caliente. Gracilaria también se lava, pero debe tratarse con álcali antes de la extracción, este pretratamiento alcalino provoca un cambio químico en el agar de Gracilaria, lo que da como resultado un agar con una mayor fuerza de gel. Sin este pretratamiento alcalino, la mayoría de las especies de Gracilaria producen un agar con una fuerza de gel demasiado baja para uso comercial. Para el tratamiento con álcali, las algas se calientan en hidróxido de sodio al 2-5 por ciento a 85-90 ° C durante 1 hora. La fuerza del álcali varía con la especie y se determina mediante pruebas a pequeña escala. Después de eliminar el álcali, el alga se lava con agua y, a veces, con un ácido muy débil para neutralizar cualquier álcali residual.

Para la extracción con agua caliente, Gelidium es más resistente y la extracción bajo presión (105-110 & # 176C durante 2-4 horas) es más rápida y da mayores rendimientos. Gracilaria generalmente se trata con agua a 95-100 & # 176C durante 2-4 horas. El resto del proceso es el mismo para ambos tipos de materia prima. El extracto caliente se somete a una filtración gruesa para eliminar el residuo de algas, se le añade un coadyuvante de filtración y el extracto se bombea a través de un filtro prensa equipado con una tela filtrante fina. El extracto es espeso y gelificará si se deja enfriar, por lo que debe mantenerse caliente durante los procesos de filtración.

El filtrado se enfría ahora para formar un gel, que se rompe en pedazos (Figuras 7 y 8). Este gel contiene aproximadamente un 1 por ciento de agar. El 99 por ciento restante es agua que puede contener sales, colorantes y carbohidratos solubles. El gel puede tratarse con lejía para reducir cualquier color, lavarse para eliminar la lejía y dejarse en remojo en agua para que la mayoría de las sales puedan eliminarse por ósmosis. Las aguas de lavado se drenan y el resto del proceso se ocupa de la eliminación del 99 por ciento de agua en el gel. Cualquiera de los dos métodos se puede utilizar para esto.

El método original de eliminación de agua es el proceso de congelación-descongelación. El gel se congela lentamente para que se formen grandes cristales de hielo. La estructura del gel se descompone por la congelación, de modo que cuando el material se descongela, la mayor parte del agua se escurre, dejando un gel concentrado que ahora contiene aproximadamente un 10-12 por ciento de agar (esto significa que aproximadamente el 90 por ciento del contenido de agua original se ha eliminado). eliminado, y con él se fue una alta proporción de las sales, carbohidratos solubles y proteínas solubles que pudieran haber estado presentes en el gel). A veces, este gel se coloca entre telas de filtro porosas y se aprieta en una prensa hidráulica para eliminar más agua. Sin embargo, este es un proceso lento y, por lo general, el material descongelado simplemente se escurre y se coloca en un secador de aire caliente. Después del secado, se muele hasta obtener el tamaño de partícula requerido, generalmente alrededor de 80-100 de tamaño de malla. Debido a los costes de refrigeración, este proceso de congelación-descongelación es relativamente caro, en comparación con la alternativa que se describe a continuación.

FIGURA 7
La solución de agar caliente se alimenta, desde el tubo de PVC en forma de T, como una capa delgada a una cinta de acero inoxidable donde se enfría y forma un gel.

FIGURA 8
Los pedazos de gel se rompen al caer del extremo de la cinta de enfriamiento de acero inoxidable. Un dispositivo de corte, que consiste en un tornillo de acero inoxidable y un alambre delgado, se encuentra en la parte inferior de la rampa.

A veces, la descongelación se acelera lavando los bloques de gel congelados con grandes cantidades de agua (Figura 9), pero esto se suma al ya gran consumo de agua del proceso.

El proceso alternativo se basa en la sineresis. Este es el término utilizado para describir la separación de líquido de un gel. Un ejemplo común es el de un tarro de mermelada o conservas parcialmente usado que se deja reposar durante varios días: a menudo se pueden ver charcos de líquido en la superficie. Sin embargo, para el gel de agar, se usa presión para forzar la separación del líquido. El equipo utilizado se basa en lo siguiente. Se cubren dos placas de metal con ranuras con tela porosa y el gel de agar al 1 por ciento se coloca entre las telas, como un sándwich con placas de metal en el exterior, luego las capas de tela, con el gel en el medio. Se aplica presión a las placas de metal y se aumenta muy lentamente durante aproximadamente 24 horas, lo que hace que el líquido salga del gel, a través de las telas, baje por las ranuras de la placa de metal y se dirija a un desagüe. El equipo contiene alrededor de cincuenta de estas unidades tipo sándwich, todas en un plano vertical, todas colocadas bajo presión por un pistón hidráulico (Figura 10). Al final del tiempo, se libera la presión, las placas de metal se separan y el gel restante, que ahora contiene aproximadamente un 20 por ciento de agar, se retira de la tela porosa (Figura 11). Se tritura y se seca en un horno de aire caliente antes de molerlo hasta obtener el tamaño de partícula requerido, generalmente alrededor de 80-100 de tamaño de malla. Sin necesidad de refrigeración, el consumo de energía es obviamente mucho menor que con el método de congelación-descongelación y, dado que se ha eliminado más agua, queda menos materia soluble, por lo que el agar es más puro. También se necesita menos energía en el proceso de secado ya que se elimina menos agua. Este proceso basado en la sineresis ha sido ampliamente adoptado por los grandes productores de agar que pueden afrontar los mayores costos de capital de este equipo.

FIGURA 9
Descongelar losas de agar congeladas con una manguera con agua.

FIGURA 10
Máquina de deshidratación utilizada para exprimir el agua del gel de agar.

FIGURA 11
Una hoja de gel de agar después de exprimirla en la máquina deshidratadora.

FIGURA 12
Bloques de agar (izquierda) y tiras de agar (derecha).

FIGURA 13
Diagrama de flujo para la producción de agar (según Armisen y Galatas, 1987).

La Figura 13 resume los procesos de producción de agar.

Un suministro de agua dulce grande y confiable es un requisito para una fábrica de agar. El consumo de agua es alto y el procesamiento de Gracilaria requiere más que el de Gelidium. Un mayor consumo de agua también significa mayores cantidades para la eliminación de desechos, por lo que el reciclaje de agua se vuelve más necesario, dependiendo de la ubicación de la fábrica.

No se dispone fácilmente de información detallada sobre el proceso de extracción comercial. Hay varias publicaciones breves sobre los resultados de las extracciones a escala de laboratorio, pero los productores comerciales de agar generalmente son reservados sobre los detalles de sus procesos. Armisen y Galatas (1987) es una de las pocas publicaciones que da algunos detalles, pero aún quedan muchas lagunas, particularmente en las condiciones del tratamiento alcalino y la posterior extracción con agua caliente, sin embargo, es el mejor punto de partida. Es posible que la versión impresa original no esté disponible, pero se puede leer y descargar del sitio web de la FAO (ver Referencias 2 - Fuentes de Internet). Un capítulo posterior de un libro de los mismos autores, Armisen y Galatas (2000) ofrece una comparación útil de los métodos de congelación-descongelación y sinéresis para eliminar el agua del gel de agar. Nussinovitch (1997: 4-5) también tiene algunos detalles útiles sobre la extracción.

3.1.2 Tiras de agar

El agar para uso alimentario se vende en dos formas: tira de agar y agar en polvo. El polvo se produce mediante el método descrito anteriormente. La tira de agar, a veces llamada agar natural, se produce a pequeña escala en China, Japón y la República de Corea mediante el método antiguo y tradicional. Gelidium debe usarse, era la única materia prima utilizada antes de la Segunda Guerra Mundial. Se hierve durante varias horas en agua, se acidifica mediante la adición de vinagre o ácido mineral diluido. El extracto caliente se filtra a través de un paño de algodón, luego se vierte en bandejas de madera para enfriar y formar un gel. El gel se extruye para producir tiras tipo espagueti de unos 30 cm de largo. Las tiras se colocan afuera por la noche para que se congelen y se dejan descongelar durante el día, para que el agua se libere y se escurra, dejando un gel más concentrado. Este proceso se puede repetir o se puede sustituir la refrigeración moderna. Las tiras se secan al sol, que también blanquea las tiras. Las tiras se ensamblan en paquetes y se venden para uso doméstico (Figura 12). El remojo previo facilita su disolución en agua hirviendo.

3.1.3 Agar bacteriológico

Esto solo se puede hacer a partir de especies de Gelidium porque el agar resultante tiene una temperatura de gelificación baja (34-36 & # 176C) que permite la adición de otros materiales al agar con un riesgo mínimo de daño por calor. Gracilaria y Gelidiella dan agar que gelifican a 41 ° C o más. Los agares "Bacto" no deben contener nada que pueda inhibir el crecimiento de bacterias, como metales traza, carbohidratos solubles o proteínas, ni deben contener esporas bacterianas. No deben interactuar con ningún material que deba agregarse como nutrientes para las bacterias en estudio. Los geles deben ser fuertes y tener buena claridad. Los fabricantes de agar bacteriológico mantienen la confidencialidad de todos los detalles del procesamiento. Sin embargo, recientemente Kim et al. (2000) publicaron detalles [en coreano] de una preparación a escala piloto que, según afirman, dio un producto que es superior al agar bacteriológico comercial. Armisen y Galatas (1987) y Armisen (1997) discuten las especificaciones necesarias para el agar bacteriológico.

3.1.4 Agarosa

El agar se puede dividir en dos componentes principales: agarosa y agaropectina. La agarosa es el componente gelificante, la agaropectina tiene solo una baja capacidad gelificante. Existen varios métodos para producir agarosa, muchos de los cuales se basan en eliminar la agaropectina del agar. Hay solo un pequeño número de procesadores que producen agarosa purificada de alta calidad para un mercado pequeño pero en crecimiento, principalmente en aplicaciones de biotecnología. Estos procesadores utilizan agar de buena calidad como material de partida en lugar de algas y, a menudo, no se encuentran en el negocio del procesamiento de algas. Armisen y Galatas (1987) resumen los métodos que se han utilizado para aislar la agarosa del agar y discuten las especificaciones esperadas para una agarosa de alta calidad.

3.2 Productores de agar

En el Cuadro 2 se ofrece un resumen de la capacidad de los productores de agar según su amplia ubicación geográfica.


Estadísticas de Altmetric.com

La automatización en los laboratorios de histopatología ha cambiado enormemente nuestra vida laboral diaria permitiendo un flujo de trabajo más rápido y estandarizado. Sin embargo, en histopatología en particular, algunos pasos dentro de todo el proceso aún dependen completamente del desempeño manual, la precisión y la capacidad del personal del laboratorio biomédico. En particular, la inclusión en parafina de muestras de tejido, especialmente fragmentos pequeños y delgados, requiere experiencia específica para una orientación óptima antes de seccionar el tejido. Los errores en esta fase pueden abordarse derritiendo el bloque de parafina y reincorporando tejido, pero esto puede resultar en una pérdida irreversible de tejido.

Para tejidos particularmente pequeños o aquellos que requieren una orientación precisa, se han propuesto técnicas de preinclusión. Uno de los medios más utilizados es el agar, 1-4 y se ha utilizado para la inclusión de diversas muestras de tejido5.

El agar es un complejo de polisacáridos neutros que se utiliza a menudo en bacteriología, extraído del agar rojo de algas Rhodophyceae y está compuesto por aproximadamente un 70% de agarosa / 30% de agaropectina. El objetivo de la incrustación previa es que el patólogo oriente de manera óptima el tejido en el momento del corte, ya que los tejidos pueden disponerse u orientarse según se desee, y luego la muestra se fija en su posición cubriéndola con agar líquido, que luego se solidifica. a temperatura ambiente. Posteriormente, el tejido preincluido puede procesarse de forma rutinaria e incrustarse en parafina como un tejido recubierto de agar.

Esta técnica no es en absoluto nueva, de hecho los primeros informes son de la década de 1960, sin embargo, a pesar de su utilidad objetiva, se utiliza poco en patología. El aumento percibido en los tiempos de corte y la dificultad en el manejo del agar probablemente estén en la base de esto, así como la posibilidad de que el agar interfiera con las técnicas auxiliares modernas.

En este estudio, evaluamos la utilidad en la vida real de la técnica de preinclusión en agar comparando pequeñas biopsias de piel en dos laboratorios de patología de alto flujo de trabajo. Además, la evaluación también se amplió para verificar si la preinclusión en agar conduce a problemas en la inmunohistoquímica o en la hibridación in situ por fluorescencia (FISH).


Agar es bajo en grasas saturadas y colesterol y alto en calcio, folato, hierro y vitaminas entre otros. Es ideal para personas interesadas en perder peso y mantener una buena salud. Gelatina, aunque contiene entre un 98 y un 99% de proteínas, si se ingiere exclusivamente se traduce en una pérdida neta de proteínas y desnutrición.

En marzo de 2014, se publicó un estudio en la revista Ciencia patrimonial que el gel de agar revelado se puede utilizar para limpiar edificios antiguos y elementos esculpidos. Es particularmente bueno para eliminar sales solubles y partículas de hollín.


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Básicamente, el caldo nutritivo es el agar nutriente que carece del agente solidificante, agar en polvo. Permanecen en forma líquida a temperatura ambiente y generalmente se utilizan para mantener las reservas de microorganismos. En general, se utilizan para cultivar organismos exigentes. Además, puede enriquecer su caldo de nutrientes con sangre, suero, azúcares, etc. para fines especiales.

¿Cómo preparar caldo nutritivo?

  • Agregue 13 g de caldo nutritivo en polvo (CM0001B) en 1L de agua destilada.
  • Mézclalos y disuélvelos completamente.
  • Viértelos en los recipientes finales (por ejemplo, matraz cónico)
  • Esterilizar en autoclave a 121 ° C durante 15 minutos.

¿Cuáles son las condiciones de almacenamiento y la vida útil del caldo nutritivo?

Debe almacenar el medio deshidratado a 10-30 ° C y usar antes de la fecha de caducidad en la etiqueta. Una vez que prepare el medio de caldo nutritivo, guárdelos a menos de 25 ° C.


Ver el vídeo: Como preparar Medios de Cultivo (Julio 2022).


Comentarios:

  1. Cameron

    Lo siento, pero en mi opinión, estás equivocado. Propongo discutirlo. Escríbeme en PM.

  2. Deshawn

    Lo acepto con gusto. En mi opinión, esta es una pregunta interesante, participaré en la discusión. Juntos podemos llegar a la respuesta correcta. Estoy seguro.

  3. Mikaktilar

    ¡Muy bien! La idea es buena, estoy de acuerdo contigo.

  4. Lyman

    Great, this is a very valuable message.

  5. Deverell

    Está usted equivocado. soy capaz de demostrarlo.



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