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2.5: Gen y operón - Biología

2.5: Gen y operón - Biología


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Genes

La secuencia completa de ácido nucleico que es necesaria para la síntesis de un polipéptido funcional o molécula de ARN. Por tanto, un gen contiene información de secuencia adicional más allá de la que codifica los aminoácidos en una proteína o los nucleótidos en una molécula de ARN. El gen también contiene el ADN necesario para realizar una transcripción en particular.

Las regiones de control de la transcripción pueden estar alejadas de la región de codificación (del orden de Kb o decenas de Kb de distancia).

La mayoría de los genes procarióticos carecen intrones (secuencia de ADN interviniente). En procariotas, genes que codifican proteínas con relaciones en forma de vía metabólica Operones - que producen ARNm policistrónicos.

Definiciones: Operón y Promotor

  • Un operón está en el ADN bacteriano, un grupo de genes contiguos transcritos de un promotor que da lugar a un ARNm policistrónico.
  • Un promotor es una secuencia de ADN a la que se une la ARN polimerasa antes del inicio de la transcripción; por lo general, se encuentra justo antes del sitio de inicio de la transcripción de un gen.

p.ej. Trp Operón: participa en la biosíntesis del aminoácido triptófano:

Figura 2.5.1: Vía química del operón trp

Figura 2.5.2: Operón trp en ADN / ARN

Una consecuencia de la disposición de los genes de las bacterias en operones es que el nivel de ARNm para cada uno de los genes en el operón es exactamente el mismo.

Los ribosomas se transcriben desde el inicio de cada gen, no solo desde el primer gen.

Otra consecuencia de la disposición de genes de bacterias en operones es que una mutación cadena arriba (es decir, posiblemente inhibiendo la transcripción) puede evitar que los genes "cadena abajo" se transcriban y expresen. La mayoría de las unidades de transcripción eucariotas producen monocistrónico ARNm (es decir, codifican solo una proteína). Existe una diferencia fundamental en los procesos de traducción de procariotas y eucariotas:

  1. En los procariotas, los ribosomas pueden unirse a secuencias de reconocimiento específicas en cualquier lugar dentro del ARNm (llamados sitios de unión a ribosomas o sitios "Shine-Dalgarno").
  2. En eucariotas, los ribosomas se unen a través de la interacción con región 5 'específicamente modificada (así llamado Sitio de la tapa 5 ') de moléculas de ARNm.
  3. La mayoría de los ARNm eucariotas son, por tanto, monocistrónico.
  • Mutaciones en unidades de transcripción eucariotas simples afectan solo una proteína.

Unidades de transcripción eucariotas complejas

La transcripción de ARN primaria codificada por unidades de transcripción complejas puede ser empalmadoen más de una forma. Debido a las diferentes posibilidades de procesamiento, el exones (regiones codificantes) en una sola unidad de transcripción compleja se pueden unir de formas alternativas, para producir diferentes ARNm y diferentes proteínas.

Figura 2.5.3: Unidades de transcripción complejas

Regulación transcripcional

La supervivencia exitosa requiere adaptabilidad y economía:

  1. La capacidad de cambiar de metabolizar un sustrato a otro a medida que cambian los recursos ambientales.
  2. Sería un desperdicio energético producir enzimas para una vía metabólica que no es necesaria.

Inducción versus represión de la síntesis enzimática

En E. coli ciertas enzimas se producen solo cuando las células crecen en ciertos sustratos. Este efecto se llama enzima inducción. Por ejemplo, cuando las células crecen en ausencia de un tipo de azúcar conocido como b galactósido (p.ej. lactosa) las células contienen muy pocas moléculas (~ 5 por célula) de la enzima b-galactosidasa (que escinde la lactosa en glucosa y galactosa).

  • No hay necesidad de esta enzima en ausencia de lactosa.
  • Si se agrega lactosa a E. coli, en muy poco tiempo hay aproximadamente 5000 moléculas de b-galactosidasa por célula (aproximadamente ~ 1000 veces de inducción).
  • Si se elimina la lactosa de los medios síntesis de b-galactosidasa se detiene.

Un similar pero situación opuesta ocurre con respecto a la síntesis de triptófano (las enzimas biosintéticas están contenidas en el trp operón). En este caso, la producción de las enzimas para la biosíntesis de triptófano se apagar si el triptófano es regalo, en un proceso llamado represión. La represión es un mecanismo regulador de la transcripción para productos génicos comúnmente requeridos. La inducción es un mecanismo regulador de la transcripción para productos génicos que pueden ser necesarios en situaciones poco frecuentes o inusuales.


Los cil Los genes revelan los orígenes biosintéticos y evolutivos del grupo B Estreptococo Lípido hemolítico, Granadaeno

Grupo B Estreptococo (GBS) es una bacteria grampositiva β-hemolítica que comúnmente coloniza el tracto genital inferior femenino y se asocia con lesiones fetales, parto prematuro, aborto espontáneo e infecciones neonatales. Un factor importante que promueve la virulencia del GBS es la β-hemolisina / citolisina, que es citotóxica para varias células huésped. Recientemente demostramos que el pigmento de ornitina ramnolípido, Granadaene, producido por los productos génicos del cil operón, es hemolítico. Aquí, demostramos que la expresión heteróloga del GBS cil operón confería hemólisis, pigmentación y citotoxicidad a Lactococcus lactis, una bacteria Gram-positiva no hemolítica modelo. Del mismo modo, el pigmento purificado de L. lactis es hemolítico, citolítico y de estructura idéntica al Granadaeno extraído de GBS, lo que indica la cil El operón es suficiente para la producción de Granadaeno en un hospedador heterólogo. Usando una encuesta sistemática de patrones filéticos y asociaciones contextuales de la cil genes, identificamos homólogos de la cil operón en bacterias Gram-positivas fisiológicamente diversas y proponen funciones no descritas de cil productos genéticos. Juntos, estos hallazgos aportan una mayor comprensión de la biosíntesis y los fundamentos evolutivos de un factor clave de virulencia del GBS y sugieren que tales lípidos potencialmente tóxicos pueden estar codificados por otras bacterias.

Palabras clave: Bacterias grampositivas del grupo B Streptococcus toxina bacteriana evolución microbiana factor de virulencia.

Copyright © 2020 Armistead, Whidbey, Iyer, Herrero-Foncubierta, Quach, Haidour, Aravind, Cuerva, Jaspan y Rajagopal.

Cifras

Complementación de L. lactis con…

Complementación de L. lactis con pcylX-K, pero no con vector de plásmido vacío, pEmpty, conferido ...

Pigmento extraído y purificado de…

Pigmento extraído y purificado de L. lactis pag cylX-K es idéntica a Granadaene ...

El análisis filético sugiere que cil ...

El análisis filético sugiere que cil operón evolucionó antes de la diversificación de Gram-positivos ...


Un elemento regulador nkx-2.5 dependiente de GATA activa la expresión génica cardíaca temprana en ratones transgénicos

nkx-2.5 es uno de los primeros genes expresados ​​en el corazón en desarrollo de embriones de vertebrados en etapa temprana. La expresión cardíaca de nkx-2.5 se mantiene durante todo el desarrollo y nkx-2.5 también se expresa en los arcos faríngeos en desarrollo, el bazo, la tiroides y la lengua. Las secuencias genómicas que flanquean el gen nkx-2.5 de ratón se analizaron para determinar la actividad reguladora del desarrollo temprano en ratones transgénicos. Aproximadamente 3 kb de la secuencia flanqueante 5 'son suficientes para activar la expresión génica en la media luna cardíaca ya en E7.25 y en regiones limitadas del corazón en desarrollo en etapas posteriores. La expresión también se detectó en el anlage del bazo en desarrollo al menos 24 horas antes del marcador del bazo informado más temprano y en las bolsas faríngeas y sus derivados, incluida la tiroides. El patrón de expresión observado de la construcción de -3 kb representa un subconjunto del patrón de expresión endógeno nkx-2.5 que es evidencia de módulos reguladores nkx-2.5 específicos del compartimento. Se identificó un elemento regulador de 505 pb que contiene múltiples sitios de unión consenso GATA, NKE, bHLH, HMG y HOX. Este elemento es suficiente para la activación de genes en la media luna cardíaca y en el tracto de salida del corazón, la faringe y el bazo cuando se une directamente a lacZ o cuando se coloca junto al promotor hsp68. La mutación de sitios GATA emparejados dentro de este elemento elimina la activación de genes en los primordios del corazón, la faringe y el bazo de los embriones transgénicos. La dependencia de este nkx-2. El elemento regulador 5 en los sitios GATA para la actividad génica es evidencia de un mecanismo regulador dependiente de GATA que controla la expresión del gen nkx-2.5. La presencia de sitios de unión de consenso para otros factores reguladores importantes para el desarrollo dentro del elemento distal de 505 pb sugiere que las interacciones combinatorias entre múltiples factores reguladores son responsables de la activación inicial de nkx-2.5 en los primordios cardíacos, tiroideos y bazo.


2.5: Gen y operón - Biología

La observación de que el norte-terminal 23 residuos de β-galactosidasa se pueden reemplazar con otros aminoácidos sin afectar la actividad enzimática, lo que permitió la producción de fusiones entre los lacI y lacZ genes, que produjeron una proteína híbrida con actividades represora Lac y β-galactosidasa. Esto abrió el camino para la construcción de una variedad de laca fusiones, que dan como resultado la formación de genes híbridos que especifican proteínas híbridas. Hoy en día, una serie de vectores disponibles comercialmente para construir lacZ fusiones in vitro existe. La detección sensible de la actividad de la β-galactosidasa con un sustrato soluble e incoloro, el 5-bromo-4-cloro-3-indolil-β- d-galactósido (X-Gal), que forma un tinte azul insoluble tras la hidrólisis, ha hecho lacZ gen uno de los más utilizados en vivo genes reporteros. Proporciona un método sensible para detectar genes que están sujetos a señales reguladoras específicas, para estudiar la localización de una proteína en un compartimento celular dado y para analizar genes regulados por el desarrollo, expresión transgénica, expresión específica de tejido y otros aspectos involucrados en la embriogénesis o el desarrollo. biología. La regulación, identificación y localización de muchas proteínas de diversos orígenes se ha descubierto mediante el uso de la actividad β-galactosidasa de las proteínas de fusión como marcador.

Durante las últimas décadas, los ratones transgénicos con lacZ Los genes informadores se han utilizado ampliamente para analizar patrones de expresión génica a través de las etapas de desarrollo del ciclo de vida en diferentes tejidos. Para obtener ratones transgénicos, el lacZ El gen se fusiona con el promotor de un gen objetivo, luego se prepara el ADN y se microinyecta en huevos de ratón fertilizados. La expresión del transgén que lleva la actividad de la β-galactosidasa se puede visualizar fácilmente en el lugar en cortes de tejido utilizando el sustrato cromogénico X-Gal, o los diferentes sustratos fluorogénicos recientemente introducidos que permiten localizaciones sensibles y precisas.

La explosión de datos de la secuencia del genoma reveló que una gran fracción de los marcos de lectura abiertos codificados por estos genomas no tiene una función biológica conocida. Sigue siendo un desafío importante encontrar nuevas técnicas eficientes para investigar la función de estos genes, un enfoque conocido como "genómica funcional", que incluye el análisis de las interacciones proteína-proteína, que son fundamentales para la mayoría de los procesos biológicos. En la actualidad, el enfoque más poderoso utilizado para seleccionar o cribar interacciones proteína-proteína se basa en métodos de dos híbridos. Desarrollado originalmente por Fields y Song en 1989, en la actualidad se han descrito varios sistemas de dos híbridos bacterianos o de levadura; en general, las dos proteínas asociadas putativas se fusionan con dos polipéptidos que interactúan, como factores de transcripción o dominios complementarios de una proteína específica. En la mayoría de los sistemas, la lectura de la asociación de proteínas híbridas está acoplada a fenotipos seleccionables o gritables, siendo uno de los más sensibles la expresión de LacZ. Véase también Ingeniería genética: genes informadores y fusión de dominios de proteínas.

Α-Complementación

Quizás la propiedad más ampliamente explotada de la β-galactosidasa es el fenómeno llamado α-complementación. Esta complementación implica la reasociación no covalente de fragmentos complementarios de la cadena polipeptídica de la subunidad β-galactosidasa, que luego se reensamblan en una estructura tetramérica enzimáticamente activa. En el caso de la α-complementación, la restauración de la actividad enzimática se produce cuando la norte-terminal 60 residuos de β-galactosidasa interactúan en vivo o in vitro con un inactivo lacZ mutante (α-aceptor) que carece de los codones 11-41. Este fenómeno se utilizó para desarrollar nuevos vectores de clonación para identificar colonias bacterianas que contienen ADN recombinante en 1977, el laca región reguladora y los 60 primeros codones del lacZ gen se insertaron en el ADN del fago M13. Las bacterias, que producen la proteína α-aceptora, cuando se infectan con el fago producen β-galactosidasa activa por complementación y forman placas azules en presencia de X-Gal. La inserción de ADN extraño en la región α de M13 interfiere con la complementación α, dando lugar a recombinantes que forman placas incoloras. Esta sencilla prueba ha convertido la clonación en M13 en un procedimiento de rutina.

Complementación intracistrónica del lacZ El gen se ha adaptado recientemente para su uso en células eucariotas. Complementación de relevantes lacZ Se ha demostrado que los mutantes en células de mamíferos permiten el análisis de la fusión celular y la detección de proteínas interactuantes co-localizadas dentro de células individuales intactas. La complementación intracistrónica de β-galactosidasa también se ha utilizado para la evaluación directa de interacciones de dimerización de proteínas específicas en un contexto biológicamente relevante. Véase también Uso de células animales y métodos de visualización para la producción de anticuerpos monoclonales humanos.

Lac represor como herramienta

La capacidad del represor Lac para unirse eficazmente al operador y ser liberado por el inductor se ha utilizado con frecuencia para modular la expresión génica o para seleccionar mutantes negativos homocigotos en células eucariotas. La estructura modular del represor Lac permite la creación de proteínas de fusión, incluidos los dominios de localización nuclear eucariotas y los dominios de activación transcripcional tanto para el norte- y C-terminus del represor sin una alteración significativa de la unión específica del ADN. Esta propiedad del represor Lac se ha utilizado para seleccionar bibliotecas de péptidos complejos para la interacción directa con un receptor dado. Los péptidos fusionados al CEl terminal del represor Lac todavía puede unirse al operador con alta eficiencia. Este enlace permite el enriquecimiento de ligandos peptídicos específicos en la población aleatoria de péptidos mediante la purificación por afinidad de los complejos péptido-represor-operador con un receptor inmovilizado.

El sistema de detección de mutaciones en ratones transgénicos Big Blue, disponible comercialmente, proporciona un enfoque poderoso para el análisis directo de mutaciones espontáneas y químicamente inducidas. en vivo . El ratón Big Blue es transgénico para tres elementos genéticos del operón lactosa: el lacI gen, el operador y el lacZ gene. los lacI El gen es el objetivo de la mutagénesis. Células con una mutación lacI El gen produce un represor Lac defectuoso, por lo tanto, la β-galactosidasa se sintetiza y puede detectarse fácilmente. Celdas sin mutar lacI gen produce represor activo y no se produce β-galactosidasa. Este sistema se ha utilizado ampliamente para estudiar los efectos de los carcinógenos químicos en las frecuencias de mutación. Véase también Organismos experimentales utilizados en genética y Proteínas: etiquetas de afinidad.

Dada la amplia gama de aplicaciones a las que laca operón se ha asociado, se puede anticipar que nuevos desarrollos contribuirán a nuestra comprensión de muchas características de la regulación y organización celular.


Contenido

El término "operón" se propuso por primera vez en un artículo breve en las Actas de la Academia de Ciencias de Francia en 1960. [9] A partir de este artículo, se desarrolló la llamada teoría general del operón. Esta teoría sugirió que en todos los casos, los genes dentro de un operón están controlados negativamente por un represor que actúa en un solo operador ubicado antes del primer gen. Más tarde, se descubrió que los genes podían regularse positivamente y también regularse en los pasos que siguen al inicio de la transcripción. Por tanto, no es posible hablar de un mecanismo regulador general, porque diferentes operones tienen diferentes mecanismos. Hoy en día, el operón se define simplemente como un grupo de genes transcritos en una sola molécula de ARNm. Sin embargo, el desarrollo del concepto se considera un acontecimiento histórico en la historia de la biología molecular. El primer operón que se describió fue el operón lac en E. coli. [9] El Premio Nobel de Fisiología y Medicina de 1965 fue otorgado a François Jacob, André Michel Lwoff y Jacques Monod por sus descubrimientos sobre la síntesis de operón y virus.

Los operones se encuentran principalmente en procariotas, pero también en algunos eucariotas, incluidos nematodos como C. elegans y la mosca de la fruta, Drosophila melanogaster. Los genes de ARNr a menudo existen en operones que se han encontrado en una variedad de eucariotas, incluidos los cordados. Un operón está formado por varios genes estructurales dispuestos bajo un promotor común y regulados por un operador común. Se define como un conjunto de genes estructurales adyacentes, más las señales reguladoras adyacentes que afectan la transcripción de los genes estructurales. 5 [11] Los reguladores de un operón dado, incluidos los represores, correpresores y activadores, no están necesariamente codificados por ese operón. La ubicación y condición de los reguladores, promotores, operadores y secuencias de ADN estructural pueden determinar los efectos de mutaciones comunes.

Los operones están relacionados con regulones, estímulos y modulones, mientras que los operones contienen un conjunto de genes regulados por el mismo operador, los regulones contienen un conjunto de genes regulados por una única proteína reguladora y los estímulos contienen un conjunto de genes regulados por un estímulo de una sola célula. . Según sus autores, el término "operón" se deriva del verbo "operar". [12]

Un operón contiene uno o más genes estructurales que generalmente se transcriben en un ARNm policistrónico (una única molécula de ARNm que codifica más de una proteína). Sin embargo, la definición de un operón no requiere que el ARNm sea policistrónico, aunque en la práctica, generalmente lo es. [5] Aguas arriba de los genes estructurales se encuentra una secuencia promotora que proporciona un sitio para que la ARN polimerasa se una e inicie la transcripción. Cerca del promotor se encuentra una sección de ADN llamada operador.

Todos los genes estructurales de un operón se activan o desactivan juntos, debido a un solo promotor y operador corriente arriba de ellos, pero a veces se necesita más control sobre la expresión del gen. Para lograr este aspecto, algunos genes bacterianos se ubican juntos, pero existe un promotor específico para cada uno de ellos, esto se llama agrupamiento de genes. Por lo general, estos genes codifican proteínas que trabajarán juntas en la misma vía, como una vía metabólica. La agrupación de genes ayuda a una célula procariota a producir enzimas metabólicas en el orden correcto. [13]

Un operón está formado por 3 componentes básicos de ADN:

    - una secuencia de nucleótidos que permite la transcripción de un gen. El promotor es reconocido por la ARN polimerasa, que luego inicia la transcripción. En la síntesis de ARN, los promotores indican qué genes deben usarse para la creación de ARN mensajero y, por extensión, controlan qué proteínas produce la célula.
  • Operador - un segmento de ADN al que se une un represor. Se define clásicamente en el operón lac como un segmento entre el promotor y los genes del operón. [14] El operador principal (O1) en el laca El operón está ubicado ligeramente aguas abajo del promotor. Dos operadores adicionales, O2 y O3, están ubicados en -82 y +412, respectivamente. En el caso de un represor, la proteína represora impide físicamente que la ARN polimerasa transcriba los genes. - los genes que están co-regulados por el operón.

No siempre se incluye dentro del operón, pero es importante en su función un gen regulador, un gen expresado constantemente que codifica proteínas represoras. El gen regulador no necesita estar en, adyacente o incluso cerca del operón para controlarlo. [15]

Un inductor (molécula pequeña) puede desplazar a un represor (proteína) del sitio operador (ADN), dando como resultado un operón no inhibido.

Alternativamente, un correpresor puede unirse al represor para permitir su unión al sitio del operador. Un buen ejemplo de este tipo de regulación se ve en el operón trp.

El control de un operón es un tipo de regulación genética que permite a los organismos regular la expresión de varios genes dependiendo de las condiciones ambientales. La regulación del operón puede ser negativa o positiva por inducción o represión. [14]

El control negativo implica la unión de un represor al operador para evitar la transcripción.

  • En operones inducibles negativos, una proteína represora reguladora normalmente se une al operador, lo que evita la transcripción de los genes en el operón. Si está presente una molécula inductora, se une al represor y cambia su conformación de modo que no puede unirse al operador. Esto permite la expresión del operón. los laca operón es un operón inducible controlado negativamente, donde la molécula inductora es alolactosa.
  • En operones reprimibles negativos, normalmente tiene lugar la transcripción del operón. Las proteínas represoras son producidas por un gen regulador, pero no pueden unirse al operador en su conformación normal. Sin embargo, ciertas moléculas llamadas correpresoras se unen a la proteína represora, lo que provoca un cambio conformacional en el sitio activo. La proteína represora activada se une al operador e impide la transcripción. los trp El operón, involucrado en la síntesis de triptófano (que a su vez actúa como correpresor), es un operón reprimible controlado negativamente.

Los operones también se pueden controlar positivamente. Con control positivo, una proteína activadora estimula la transcripción uniéndose al ADN (generalmente en un sitio distinto al operador).

  • En operones inducibles positivos, las proteínas activadoras normalmente no pueden unirse al ADN pertinente. Cuando un inductor se une a la proteína activadora, sufre un cambio de conformación para que pueda unirse al ADN y activar la transcripción.
  • En operones reprimibles positivos, las proteínas activadoras normalmente se unen al segmento de ADN pertinente. Sin embargo, cuando un inhibidor se une al activador, se evita que se una al ADN. Esto detiene la activación y transcripción del sistema.

los laca operón de la bacteria modelo Escherichia coli fue el primer operón que se descubrió y proporciona un ejemplo típico de la función del operón. Consta de tres genes estructurales adyacentes, un promotor, un terminador y un operador. los laca El operón está regulado por varios factores, incluida la disponibilidad de glucosa y lactosa. Puede ser activado por alolactosa. La lactosa se une a la proteína represora y evita que reprima la transcripción de genes. Este es un ejemplo del modelo no reprimible (desde arriba: inducible negativo). Por tanto, es un operón inducible negativo inducido por la presencia de lactosa o alolactosa.

Descubierto en 1953 por Jacques Monod y sus colegas, el operón trp en E. coli fue el primer operón reprimible que se descubrió. Mientras que el operón lac puede ser activado por una sustancia química (alolactosa), el operón triptófano (Trp) es inhibido por una sustancia química (triptófano). Este operón contiene cinco genes estructurales: trp E, trp D, trp C, trp B y trp A, que codifica triptófano sintetasa. También contiene un promotor que se une a la ARN polimerasa y un operador que bloquea la transcripción cuando se une a la proteína sintetizada por el gen represor (trp R) que se une al operador. En el operón lac, la lactosa se une a la proteína represora y evita que reprima la transcripción génica, mientras que en el operón trp, el triptófano se une a la proteína represora y le permite reprimir la transcripción génica. También a diferencia del operón lac, el operón trp contiene un péptido líder y una secuencia atenuadora que permite una regulación gradual. [16] Este es un ejemplo del modelo corepresible.

El número y la organización de los operones se ha estudiado de manera más crítica en E. coli. Como resultado, se pueden hacer predicciones basadas en la secuencia genómica de un organismo.

Un método de predicción utiliza la distancia intergénica entre los marcos de lectura como predictor principal del número de operones en el genoma. La separación simplemente cambia el marco y garantiza que la lectura sea eficiente. Existen tramos más largos donde los operones comienzan y se detienen, a menudo hasta 40-50 bases. [17]

Un método alternativo para predecir operones se basa en encontrar grupos de genes donde el orden y la orientación de los genes se conservan en dos o más genomas. [18]

La predicción del operón es aún más precisa si se considera la clase funcional de las moléculas. Las bacterias han agrupado sus marcos de lectura en unidades, secuestradas por la participación conjunta en complejos de proteínas, vías comunes o sustratos y transportadores compartidos. Por lo tanto, una predicción precisa involucraría todos estos datos, una tarea realmente difícil.

El laboratorio de Pascale Cossart fue el primero en identificar experimentalmente todos los operones de un microorganismo, Listeria monocytogenes. Los 517 operones policistrónicos se enumeran en un estudio de 2009 que describe los cambios globales en la transcripción que ocurren en L. monocytogenes bajo diferentes condiciones. [19]


2.5: Gen y operón - Biología

Bacterias como E. coli necesitan aminoácidos para sobrevivir. Triptófano es uno de esos aminoácidos que E. coli puede ingerir del medio ambiente. E. coli También puede sintetizar triptófano utilizando enzimas codificadas por cinco genes. Estos cinco genes están uno al lado del otro en lo que se llama el triptófanotrp) operón (Figura 1). Si el triptófano está presente en el medio ambiente, entonces E. coli no necesita sintetizarlo y el interruptor que controla la activación de los genes en el trp operón está apagado. Sin embargo, cuando la disponibilidad de triptófano es baja, se activa el interruptor que controla el operón, se inicia la transcripción, se expresan los genes y se sintetiza el triptófano.

Figura 1. Los cinco genes necesarios para sintetizar triptófano en E. coli están ubicados uno al lado del otro en el trp operón. Cuando el triptófano es abundante, dos moléculas de triptófano se unen a la proteína represora en la secuencia del operador. Esto bloquea físicamente que la ARN polimerasa transcriba los genes del triptófano. Cuando no hay triptófano, la proteína represora no se une al operador y los genes se transcriben.

los trp operón incluye tres regiones importantes: la región de codificación, el trp operador y el trp promotor. La región codificante incluye los genes de las cinco enzimas de biosíntesis de triptófano. Justo antes de la región de codificación está el sitio de inicio de la transcripción . La secuencia promotora, a la que se une la ARN polimerasa para iniciar la transcripción, está antes o "corriente arriba" del sitio de inicio de la transcripción. Entre el promotor y el sitio de inicio de la transcripción se encuentra la región operadora.

los trp operador contiene el código de ADN al que trp la proteína represora puede unirse. Sin embargo, el represor por sí solo no puede unirse al operador. Cuando el triptófano está presente en la célula, dos moléculas de triptófano se unen al trp represor, que cambia la forma de la proteína represora a una forma que puede unirse a la trp operador. La unión del complejo triptófano-represor en el operador evita físicamente que la ARN polimerasa se una al promotor y transcriba los genes posteriores.

Cuando el triptófano no está presente en la célula, el represor por sí solo no se une al operador, la polimerasa puede transcribir los genes de la enzima y se sintetiza triptófano. Debido a que la proteína represora se une activamente al operador para mantener los genes desactivados, la trp se dice que el operón es regulado negativamente y las proteínas que se unen al operador para silenciar trp expresión son reguladores negativos .


Clonación y análisis estructural del operón del gen de la toxina de distensión citoletal (cdt) de longitud completa de Campylobacter lari

Se identificaron amplicones de reacción en cadena de la polimerasa (PCR) (aproximadamente 2,5 kbp) que codifican un operón del gen cdt y dos marcos de lectura abiertos (ORF) parciales y putativos en seis aislados de Campylobacter lari ureasa-negativos (UN) utilizando un nuevo par de cebadores de PCR construido in silico . En el operón se encontraron tres ORF putativos y estrechamente espaciados para cdtA, cdtB y cdtC, dos promotores putativos y un terminador de la transcripción p-independiente hipotéticamente intrínseco. Cada ORF comenzaba con un codón de inicio ATG y terminaba con un codón de terminación TGA para cdtA y cdtB y un TAA para cdtC. Curiosamente, se detectó una superposición de cuatro nucleótidos entre cdtA y cdtB y la región no codificante de seis pares de bases que se produce entre cdtB y cdtC. Los codones de inicio para los tres genes cdt fueron precedidos por secuencias de Shine-Dalgarno. Aunque se identificaron diferencias en la secuencia de nucleótidos en siete loci en el gen cdtA, seis en cdtB y dos en cdtC entre los siete aislados (incluido C. lari RM2100), no se produjeron sitios polimórficos en los supuestos promotores, el terminador de la transcripción hipotéticamente intrínseco y los tres ribosomas. sitios de unión entre los siete aislados. Los nueve residuos de aminoácidos específicos tanto para Escherichia coli cdtB como para ADNasa I de mamífero se conservaron completamente en el locus del gen cdtB en los 26 aislados de C. lari, así como en C. jejuni y C. coli. No se generaron amplicones de PCR con campilobacter termófilos positivos para ureasa (UPTC n = 10) usando el par de cebadores.


Contenido de arsénico y su biotransformación en el medio marino

Kiran Kalia, Devang B. Khambholja, en Manual de toxicología del arsénico, 2015

28.6.2 Bacterias marinas

El metabolismo del arsénico mediado por microbios ha jugado un papel importante en la ecología del arsénico, que afecta los parámetros de movilidad y biodisponibilidad, así como la toxicidad en el medio marino. Las bacterias implicadas en los procesos de biotransformación metabolizan fácilmente el arsénico y participan en diversas funciones metabólicas, como la desintoxicación, la respiración anaeróbica, la metilación y la asimilación. Las bacterias marinas tienen la capacidad de transformar especies de arsénico inorgánico en diversas formas orgánicas metiladas y / o complejas de arsénico [47], y también tienen la capacidad de descomponer compuestos organoarsénicos complejos en arsénico inorgánico [75]. Para sobrevivir con compuestos de arsénico en su entorno, los microbios han desarrollado varias vías metabólicas mediadas por su composición genética y sus productos [88]. Los genes implicados en la biotransformación del arsénico son aox / aos genes (oxidación del arsenito, recientemente nombrado aio genes), arr genes (respiración anaeróbica por arseniato), y ars genes (reducción y metilación). El modelo esquemático de biotransformación de arsénico en células bacterianas se resume en la figura 28-3 [3]. Dado que el arsenato y el arsenito pueden actuar como análogos de fosfato y glicerol, respectivamente, entran en las células microbianas a través de transportadores de fosfato (Pst / Pit) y proteínas de membrana de glicerroporina (Glp), respectivamente [88]. La captación de arsenito celular también se observó a través de transportadores de hexosa [90] o permeasa de glucosa GLUT1 [91]. El arsenito intracelular sirve como inductor para unirse a la proteína reguladora ArsR (codificada por arsR gen) que conduce a sus cambios conformacionales y la eliminación de la proteína reguladora previamente unida al sitio del operador de la ars operón (figura 28-3). La eliminación de la proteína reguladora ArsR conduce a la transcripción de ars genes. El mecanismo mejor caracterizado de desintoxicación de arsénico en bacterias implica la reducción de arseniato a arsenito, mediada por arseniato reductasa codificada por la arsC gene. El arsenito se extruye aún más mediante una bomba de eflujo asociada a la membrana codificada por el arsB gen o secuestrado en los compartimentos intracelulares. Otros genes como arsD y arsA (codificado para ATPasa) se encuentran junto con arsC y arsB en la mayoría de los procariotas [92]. El mecanismo de tolerancia al arsénico es conferido por el ars operón, que se encuentra en el plásmido o en el cromosoma en diferentes especies bacterianas. Bacterias de los géneros Halomonas y Acinetobacter aislados de los sistemas de agua de estuario de Mandovi y Zuari en el territorio de Goa, India, han demostrado albergar arsA, arsB, y arsC genes en su plásmido [93]. El arsenito se forma por reducción de arseniato, ya sea excretado de la célula o metilado para formar varios arsenicales metilados mediados por ArsM (S-adenosilmetiltransferasa) codificada por el arsM gen, que son posteriormente bombeados fuera de la célula por un transportador no identificado.

Figura 28-3. Biotransformación de arsénico en células procariotas. (A) La arseniato reductasa respiratoria (Arr) participa en la reducción de As (V). (B) La arsenito oxidasa (Aso / Aox) es responsable de la oxidación de As (III). (C) S-adenosylmethyltransferase (ArsM) is responsible for methylation of As(III) to produce methylated arsenicals as the end product. (D) Genes (arsRDABC) and proteins involved in the uptake of As(III) and As(V) (GlpF and Pst/Pit transporter), reduction of As(V) (ArsC), extrusion of As(III) (ArsAB), regulation (ArsRD) by arsenic-resistant organisms.

Thioarsenicals, structural analogues of oxyarsenicals in which sulfur replaces oxygen, are formed by exposure of oxyarsenicals to hydrogen sulfide [94] . Arsenic species reported to form thio species include MMA, DMA, arsenosugars, dimethylarsinoyl ethanol, and dimethylarsinoyl acetate. These species are thought to be formed in the presence of hydrogen sulfide during anaerobic degradation of seaweed [65] . Studies have shown that anaerobic microflora from human feces or mouse cecum and gastrointestinal tracts of marine organisms may convert DMA(V) into thiolated arsenic compounds such as dimethylthioarsenate and trimethylarsine sulfide [95–97] . Marine sediments and hydrothermal waters are rich in sulfur, where the reducing conditions and relatively high pH may favor the formation of thiomethylated arsenicals by anaerobic sedimentary bacteria. So far none of the bacterial species in the marine environment have been identified for their ability to synthesize thiomethylated arsenicals, either from inorganic arsenic or from methylated forms.

Oxidation of arsenite to arsenate mediated by arsenite oxidase, encoded by aox/aos/aoi genes, was observed in bacteria and archaeans as the detoxification mechanism. The toxicity of arsenic depends on its oxidation state, while arsenite is 100 times more toxic than arsenate in most biological systems [98] . Acinetobacter junii SeaH-As6s and Marinobacter sp. SeaH-As6w, isolated from coastal sediment and sea water, respectively, from Gwangyang Bay, Republic of Korea, were found to oxidize arsenite to arsenate.

Apart from the operon-mediated detoxification mechanism, Bacilo sp. strain XZM002 has shown an additional arsenic tolerance mechanism by changing its shape to reduce its surface area to survive in the presence of high arsenic concentrations in its environment. The initial rod shape was altered to oval and then to circular form with gradual increase in extracellular arsenic concentration. The circular form will have the least surface area for arsenic uptake and thus will exhibit less toxicity [99] .

Marine bacteria have the main role in the biogeochemical arsenic cycle of decomposing complex organoarsenicals into their simple organic forms or even into inorganic arsenic forms [75,100] . Two bacterial strains of the group Vibrio/Aeromonas were isolated from coastal sediments, and efficiently decomposed arsenobetaine in aerobic conditions to dimethylarsinic acid. The addition of sediment itself in the media, as the source of arsenobetaine-decomposing microorganisms, has shown the decomposition pattern of arsenobetaine to trimethylarsine to inorganic arsenic [75] . The oxidation and demethylation of methylated arsenicals by bacteria has been studied in marine waters [101] .

Arsenic mobility in the environment was significantly enhanced by bacterial cell-mediated arsenate reduction. Two different pathways for arsenate reduction were observed in microorganisms encoded by ars y arr sistemas. The arsenate reductase encoded by ars genes encodes cytoplasmic arsenate reductase associated with a detoxification mechanism, whereas membrane/periplasmic arsenate reductase encoded by arr genes were associated with cellular respiration [102–104] .


Operon

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Operon, genetic regulatory system found in bacteria and their viruses in which genes coding for functionally related proteins are clustered along the DNA. This feature allows protein synthesis to be controlled coordinately in response to the needs of the cell. By providing the means to produce proteins only when and where they are required, the operon allows the cell to conserve energy (which is an important part of an organism’s life strategy).

A typical operon consists of a group of structural genes that code for enzymes involved in a metabolic pathway, such as the biosynthesis of an amino acid. These genes are located contiguously on a stretch of DNA and are under the control of one promoter (a short segment of DNA to which the RNA polymerase binds to initiate transcription). A single unit of messenger RNA (mRNA) is transcribed from the operon and is subsequently translated into separate proteins.

The promoter is controlled by various regulatory elements that respond to environmental cues. One common method of regulation is carried out by a regulator protein that binds to the operator region, which is another short segment of DNA found between the promoter and the structural genes. The regulator protein can either block transcription, in which case it is referred to as a repressor protein or as an activator protein it can stimulate transcription. Further regulation occurs in some operons: a molecule called an inducer can bind to the repressor, inactivating it or a repressor may not be able to bind to the operator unless it is bound to another molecule, the corepressor. Some operons are under attenuator control, in which transcription is initiated but is halted before the mRNA is transcribed. This introductory region of the mRNA is called the leader sequence it includes the attenuator region, which can fold back on itself, forming a stem-and-loop structure that blocks the RNA polymerase from advancing along the DNA.

The operon theory was first proposed by the French microbiologists François Jacob and Jacques Monod in the early 1960s. In their classic paper they described the regulatory mechanism of the laca operon of Escherichia coli, a system that allows the bacterium to repress the production of enzymes involved in lactose metabolism when lactose is not available.


Ver el vídeo: Operones y regulación génica en las bacterias. Biología. Khan Academy en Español (Julio 2022).


Comentarios:

  1. Grozshura

    Es una buena idea.

  2. Branddun

    Veamos...

  3. Edrigu

    ¿Bien producido?



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