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¿Cómo aumenta el aumento de la temperatura el potencial de acción del compuesto en alguna célula nerviosa?

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En la mayoría de las células nerviosas, el potencial de acción disminuye con el aumento de la temperatura, pero un par de artículos que he examinado dicen que algunos nervios se comportan de manera opuesta (https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/20077389/) . Así que me preguntaba cuál era la biología detrás de esto.


Experimento: efecto de la temperatura en la velocidad de conducción nerviosa

¿Puede reducir la velocidad de propagación del potencial de acción? Aquí usarás la temperatura para hacer precisamente eso.

¿Que aprenderás?

Aprenderá cómo la velocidad de conducción de un nervio depende de la temperatura y medirá directamente la velocidad de conducción en dos condiciones de temperatura diferentes.

Laboratorios de requisitos previos
  • Introducción a la velocidad de conducción: recomendamos completar este experimento primero, ya que le enseñará cómo configurar experimentos con lombrices de tierra y cómo usar su SpikerBox de 2 canales con Audacity.
  • Comparación de la velocidad de dos nervios: este experimento ayudará a explicar cómo registrar los nervios gigantes laterales y medial de la lombriz de tierra.
Equipo

Potenciales de acción compuestos

Acceda a esta sección para obtener toda la ayuda que necesita con su ensayo y sus objetivos educativos.

Yentl Smith BIOL 3810-504 Potenciales de acción de compuestos Fecha de realización: 15 de febrero de 2011 Fecha de vencimiento: 01 de marzo de 2011 Introducción Las neuronas son las células que reciben y transmiten señales eléctricas (Universidad del Norte de Texas, 2010). La capacidad de la neurona para conducir estos impulsos se debe a un voltaje electroquímico a través de la membrana plasmática de esa neurona. Un potencial de acción es una respuesta de todo o nada a un estímulo a lo largo de un solo axón. Un potencial de acción compuesto es una respuesta gradual que resulta de la estimulación de más de un axón.

Los potenciales de acción se pueden dividir en cinco fases diferentes: potencial de reposo, umbral, ascenso, descenso y recuperación. El interior de una célula está cargado negativamente y la diferencia de potencial a través de la membrana plasmática está entre 50 y 90 mV. En una célula en reposo, la membrana es más permeable al potasio que al sodio. Cuando la actividad sináptica hace que la célula sea menos negativa, los canales de sodio se abren. Si el voltaje de la celda pasa de cierto nivel, se produce un potencial de acción.

Los potenciales de acción, cambios en el potencial de membrana que ocurren cuando se estimula la membrana de una célula nerviosa (Ritchison), ocurren en milisegundos. Una vez que el voltaje ha alcanzado el potencial umbral, se abren más canales de sodio dependientes de voltaje y el voltaje de la membrana alcanza su valor más positivo. Los canales de sodio activados por voltaje se cierran poco después de abrirse, y con eso, los canales de potasio se abren. Ahora el potasio regresa rápidamente a la célula, repolarizándola a su nivel de reposo. Ahora, debido a que hay muchas más puertas de potasio abiertas que cuando la célula estaba en reposo, la célula se hiperpolariza.

Finalmente, las compuertas de potasio adicionales que estaban abiertas, se cierran y los canales de sodio están listos para abrirse nuevamente. No existe un potencial de acción débil o parcial porque los potenciales de acción son todo o nada (Randall, French y Burggren, 2002). O se alcanza el umbral, lo que provoca un potencial de acción, o no (Ritchison). Inmediatamente después de un potencial de acción, la membrana no responde a ningún estímulo porque las puertas de sodio no están activadas, pero las puertas de potasio están activas. Este período se denomina período refractario absoluto (University of North Texas, 2010).

Un poco más tarde se puede producir otro potencial de acción, pero el estímulo debe ser mayor que el umbral porque durante este tiempo no se activan todas las puertas de sodio. Este es el período refractario relativo. Al comienzo de este período, se requiere un estímulo mucho mayor que el umbral para producir un potencial de acción, pero a medida que pasa el tiempo, la membrana de las células nerviosas necesitará un estímulo cada vez más pequeño para causar un potencial de acción. Al final del período refractario relativo, solo un estímulo ligeramente por encima del umbral hará el trabajo.

Una vez iniciados cerca del soma, los potenciales de acción crecen y se distribuyen por los axones (Sasaki, Matsuki e Ikegaya). El movimiento de los potenciales de acción a lo largo de un axón es causado por cargas positivas en la célula que se filtran a una región no estimulada. Los potenciales de acción solo tienen lugar en los nodos de las células mielinizadas porque el aislamiento evita que las corrientes del potencial de acción se filtren fuera de la membrana. Materiales y métodos Tablero de disección de rana Pinzas Tijeras Varilla de vidrio de punta fina Solución de Ringer Registro de hilo Baño de nervios con tapa Laboratorio de potencia Tutor de laboratorio Electrodos estimuladores de computadora Electrodos de registro

La rana se diseccionó para exponer el nervio ciático. Luego se extrajo el nervio ciático y se colocó en un baño de solución de Ringer. Luego, el nervio se coloca en un baño de nervios que está conectado al Power Lab para recibir los estímulos. La computadora registró los datos. Este experimento constaba de tres partes: voltaje umbral y amplitud máxima del potencial de acción compuesto, período refractario y velocidad de conducción del nervio. Resultados La primera parte de este experimento fue diseccionar una rana y extirpar su nervio ciático. El animal se aseguró a una tabla de disección con el lado ventral hacia arriba y se colocó en una bandeja de disección.

Con unas tijeras, la piel de la rana se cortó alrededor de su abdomen y se pegó hacia abajo y le quitó las patas. Usando las pinzas, se agarró el uroestilo y se lo cortó, dejando al descubierto el plexo nervioso que se encuentra justo debajo de él. Con el gancho de vidrio, se localizó el nervio ciático y se extrajo de la arteria ciática y se cortó de la médula espinal. Se ató hilo alrededor del extremo libre y, después de cortar la pierna del abdomen, se cortó el resto del nervio del músculo de la pantorrilla. El segundo paso de este experimento fue la configuración adecuada del equipo (es decir, baño de nervios y laboratorio de potencia). Los electrodos estimulantes se conectan primero al baño de nervios.

Están conectados en el extremo donde las bobinas están más juntas y los conectores BNC se conectan a los conectores de salida de Power Lab. Hay dos juegos de electrodos de registro que también deben conectarse al baño de nervios. El primer juego está conectado aquí: El segundo juego de electrodos de grabación está conectado aquí: Los conectores BNC positivo y negativo de los cables de estimulación deben conectarse a las salidas analógicas del Power Lab. El primer juego de electrodos de registro debe conectarse a la Entrada 1, y el segundo juego debe conectarse a la Entrada 2 en el Power Lab como se muestra:

Finalmente, puede comenzar el experimento. En el ejercicio 1, se determinaron el voltaje umbral y la amplitud máxima del potencial de acción del compuesto. Establezca el voltaje de estímulo en 10 mV en Lab Tutor. Haga clic en Inicio, y después de un retraso de 1 ms, el programa de computadora estimulará el nervio y grabará durante 5 ms. Continúe aumentando el voltaje en 10 mv hasta que haya al menos tres respuestas consecutivas que no aumenten en amplitud. Si no obtiene tres respuestas consecutivas, deténgase cuando alcance los 400 mV. Estímulo (mV) | Potencial de acción compuesto (mV) | 10 | | 20 | 2. 79 | 30 | 4. 17 | 40 | 5. 8 | 50 | 6. 92 | 60 | 8. 24 | 70 | 9. 63 | 80 | 10. 99 | 90 | 12. 30 | 100 | 13. 67 | 110 | 15. 09 | 120 | 14. 89 | 130 | 16. 42 | 140 | 17. 71 | 150 | 19. 15 | 160 | 20. 62 | 170 | 21. 94 | 180 | 23. 31 | 190 | 24. 15 | 200 | 26. 01 | 210 | 27. 17 | 220 | 28. 31 | 230 | 28. 87 | 240 | 30. 52 | 250 | 31. 70 | 260 | 32. 71 | 270 | 33. 47 | 280 | 34. 33 | 290 | 34. 84 | 300 | 36. 05 | 310 | 36. 81 | 320 | 37. 49 | 330 | 37. 94 | 340 | 38. 34 | 350 | 38. 64 | 360 | 39. 10 | 370 | 39. 30 | 380 | 39. 41 | 390 | 39. 56 | 400 | 39. 65 | Después de 43 ensayos de amplitud creciente, nunca se alcanzó el potencial de acción máximo del compuesto.

El potencial de acción del compuesto continuó aumentando hasta que el estímulo fue de 500 mV, donde el potencial de acción del compuesto se registró como 21 mV. Así es como se veía el gráfico después del experimento 1. El eje X es el voltaje de estímulo (mV) y el eje Y es la respuesta (mV). A medida que aumentaba el voltaje del estímulo, también lo hacía la respuesta del nervio. En el ejercicio 2, se determina el período refractario del nervio. El voltaje de estímulo se estableció en el voltaje más pequeño requerido para un CAP máximo en el ejercicio anterior, que fue de 20 mV, y el intervalo se estableció en 4. ms. Después de hacer clic en Inicio, el Tutor de laboratorio estimuló el nervio dos veces y registró durante 10 ms. Ahora era necesario reducir el intervalo en 0,5 ms hasta alcanzar los 2 0 ms. Después de eso, el intervalo se redujo en 0,1 ms hasta alcanzar 1,0 ms. Intervalo de estímulo | Amplitud 2º CAP | 4. 0 | 2. 93 | 3. 5 | 2. 92 | 3. 0 | 2. 94 | 2. 5 | 2. 84 | 2. 0 | 2. 90 | 1. 9 | 2. 94 | 1. 8 | 2. 89 | 1. 7 | 2. 87 | 1. 6 | 2. 80 | 1. 5 | 2. 86 | 1. 4 | 2. 90 | 1. 3 | 2. 81 | 1. 2 | 2. 88 | 1. 1 | 2. 91 | 1. 0 | 2. 86 | A medida que disminuyó el intervalo de estímulo, la amplitud de la CAP se mantuvo dentro de un rango de +/- 0. mV de los 2. 93 mV iniciales. En el ejercicio 3 se determinó la velocidad de conducción del nervio. En el panel del estimulador, se ingresaron 40 mV. Después de hacer clic en Inicio, Lab Tutor grabó en dos canales diferentes durante 5 ms. Se utilizó una regla para medir la distancia en milímetros entre los cables negativos de los dos electrodos de grabación. El cursor de forma de onda y el marcador se utilizaron para determinar el intervalo de tiempo para que el CAP viajara entre los dos electrodos. El nervio utilizado para este laboratorio en particular murió en esta parte del experimento, por lo que no hay un segundo pico en este gráfico.

Discusión El resultado del ejercicio 1 no fue el que debería haber sido. Debería haber habido un punto en el que la amplitud del potencial de acción del compuesto dejó de aumentar. Sin embargo, nunca se alcanzó el estímulo máximo. El aumento constante de la amplitud a voltajes de estímulo más altos se debe a que los axones adicionales dentro del nervio alcanzan su umbral individual (Universidad del Norte de Texas, 2010). En el ejercicio 2, los resultados fueron buenos. En el gráfico, puede ver claramente que los intervalos aumentan a medida que la amplitud se mantiene prácticamente igual.

El uso de dos estímulos, ambos casi máximos, ayudó a determinar ambos períodos refractarios. Al comienzo del período refractario, se necesitaba un gran estímulo para desencadenar un potencial de acción. Poco a poco, el estímulo necesario fue cada vez más débil. En el ejercicio 3, el nervio utilizado para este experimento murió durante la prueba. Se suponía que debía determinarse la velocidad de conducción. Este nervio ciático contiene varios tipos diferentes de fibras nerviosas, cada una con su propia velocidad de conducción. La diferencia varía según los diferentes diámetros, así como según los diferentes niveles de mielinización de las fibras nerviosas.

La diferencia entre las fibras de tipo A y B se debe a la diferencia de diámetro (Tipo A 18-11um Tipo B 3um), y la diferencia en la velocidad de conductancia entre las fibras de tipo B y C se basa en diferentes estados de mielinización (Universidad del Norte de Texas , 2010). Con este ejercicio, las diferencias en la velocidad de conducción entre los diferentes tipos de fibras nerviosas deberían haber sido evidentes. Conclusión Los potenciales de acción y su creación es uno de los aspectos más importantes del sistema nervioso. Es la base de la comunicación neuronal. Los pensamientos, los sentimientos y el movimiento son solo algunas de las cosas importantes que requieren un potencial de acción.


Configuración y conexiones del MP35 para grabar CAP: s

Se supone que MP3X y BSLSTMA están conectados a sus fuentes de alimentación (AC100) pero están APAGADOS. También se asume que el MP3X está conectado a la computadora host y que el software BSL PRO se ha instalado y está operativo. Consulte el manual de Biopac Student Lab PRO para obtener más detalles.

Configuración de hardware

Conexiones al estimulador BIOPAC (BSLSTMx)

Conexiones a la cámara nerviosa

  • Consulte el siguiente diagrama de conexión.
    • "R" indica el cable de grabación (BSLCBL3A o BSLCBL4B).
    • El cable & quot; Ground & quot; es el cable negro del cable de grabación.
    • Los cables de tierra del cable de grabación y el cable del estimulador (negro, Stim-) deben conectarse al mismo punto de la cámara nerviosa.
    • La colocación de los cables puede variar según la longitud del nervio o el tipo de cámara nerviosa que se utilice. Los clientes potenciales solo necesitan
      para seguir el orden general que se muestra en estos diagramas. Es decir, el conductor de respuesta positiva (rojo - R +)
      debe colocarse más lejos de los cables del estimulador que el cable de respuesta negativa (Blanco - R-), pero
      ambos pueden colocarse en el mismo lado de la cámara nerviosa.
    • Es muy importante tener una conexión eléctrica sólida entre los cables BSL y el nervio.
      cámara. Si hay corrosión en algún cable o enchufe, debe limpiarse. Es crucial tener un apretado
      encajar entre el cable y el enchufe.
    • Coloque la cámara nerviosa para que tenga el mejor acceso posible sin golpear la cámara nerviosa o
      tirando de cables o conductores.
    • Es importante tener una buena conexión entre el nervio y los pines de la cámara. Una manera de
      Asegurar buenas conexiones es raspar ligeramente la parte superior de los pasadores de la cámara nerviosa con una almohadilla abrasiva,
      como el BIOPAC ELPAD, y luego límpielos con alcohol.

    Configuración del software

    • Inicie el software BSL PRO. El programa abrirá automáticamente una nueva ventana & quot Sin título1 & quot.
    • Mueva el archivo de plantilla (CAPtemp) de la red a su escritorio y ábralo. No abra el archivo en stushares
    • La plantilla se abrirá en una ventana gráfica y en la ventana Estimulador.
    • ¡Importante! La ventana del estimulador debe permanecer abierta durante la adquisición.
    • Asegúrese de que BSL PRO se esté comunicando con la unidad MP3X.
    • Si funciona correctamente, debería haber una luz verde junto al botón & quotStart & quot

    Configuración del software

    • ¡Importante! ¡La ventana del estimulador en el software debe permanecer abierta durante la adquisición!
      • Para una revisión rápida sobre el uso del estimulador BIOPAC, consulte la Guía de hardware BSL.
      • Use la tecla para configurar el & quot; Rango & quot de 0 a 10 Voltios (a la derecha).
      • Mueva el interruptor & quotReference & quot a la posición & quotActual & quot (arriba).
      • Gire la perilla & quotLevel & quot completamente en sentido antihorario para ajustar el estimulador a 0 voltios.
      • Cada vez que se inicia la grabación, la luz de salida en la parte frontal del estimulador debe parpadear.

      Configuración del estimulador

      ¡Importante! ¡La ventana del estimulador en el software debe permanecer abierta durante la adquisición!

      • Para una revisión rápida del uso del estimulador BIOPAC, consulte la Guía de hardware BSL.
      • Use la tecla para configurar el & quot; Rango & quot de 0 a 10 Voltios (a la derecha).
      • Mueva el interruptor & quotReference & quot a la posición & quotActual & quot (arriba).
      • Gire la perilla & quotLevel & quot completamente en sentido antihorario para ajustar el estimulador a 0 voltios.
      • Si la computadora aún no está encendida, enciéndala ahora, seguida de la unidad MP3X y luego el estimulador BIOPAC.
      • Compruebe la pantalla LED para confirmar que el estimulador está configurado en 0 voltios.
      • Asegúrese de que el estimulador esté funcionando haciendo clic en el botón & quotStart & quot para comenzar una adquisición.
      • Cada vez que se inicia la grabación, la luz de salida en la parte frontal del estimulador debe parpadear.
        Nota: Cuando se repite una adquisición, aparecerá la advertencia & quot; ¿Sobrescribir datos existentes? & Quot
        Simplemente haga clic en & quot; Aceptar & quot.

      Calibración

      El MP3X debe calibrarse con la señal de salida de referencia del estimulador para asegurarse de que la lectura de referencia sea 0.
      Voltios.

      • Con el estimulador APAGADO (para BSLSTMx, la luz de pulso en la parte delantera del estimulador no está iluminada o parpadeando), haga clic en el
        ratón en la región de escala vertical del canal 1 para generar la ventana de escala vertical. Haga clic en el & quotEscalado ... & quot
        para generar la ventana & quotCambiar parámetros de escala & quot. La configuración inicial debe ser la siguiente:
        • El valor de entrada 0 mV se asigna al valor de escala de 0 voltios
        • Valor de entrada 1 mV se asigna al valor de escala de 1 voltio

        1. Introducción

        La tomografía de impedancia eléctrica (EIT) permite obtener imágenes de los cambios de impedancia (dZ) en el tejido neural que surgen de la apertura de los canales iónicos durante milisegundos (Oh et al 2011, Aristovich et al 2016, Fouchard et al 2016, Faulkner et al 2017, Aristovich et al 2018, Hannan et al 2018). Tiene el potencial de ser utilizado en neuroprótesis (Hope et al 2018) y la nueva área de electrocéuticos (Famm 2013, Waltz 2016). Este último tiene como objetivo tratar la enfermedad mediante la estimulación eléctrica de los nervios autónomos. La TIE con un manguito nervioso cilíndrico ofrece un medio novedoso para obtener imágenes del potencial de acción compuesto (CAP) en fascículos dentro de los nervios autónomos y, por lo tanto, proporciona un método para evitar efectos fuera del objetivo mediante la estimulación selectiva de los fascículos identificados.

        En Electroceuticals en humanos, un objetivo podría ser realizar una EIT neural rápida con un manguito alrededor del nervio vago cervical y modular la actividad en los órganos abdominales que podrían estar a un metro de distancia. La EIT neuronal rápida se basa en la obtención de imágenes de los cambios de impedancia a lo largo del tiempo y, por lo tanto, en las diferencias en milisegundos durante el CAP. La dispersión tiene el efecto de suavizar estas diferencias y, por lo tanto, plantea un desafío para la grabación de imágenes de EIT en relación con la CAP en productos electrocéuticos.

        1.1. Dispersión en los nervios

        Debido a la variabilidad en los tamaños de las fibras en los nervios y la proporcionalidad de la velocidad de conducción al diámetro de la fibra (Waxman 1980), las velocidades de propagación de las fibras individuales varían. Como resultado, la amplitud del potencial de acción compuesto que es una suma agregada de todos los potenciales de acción individuales disminuye a lo largo del nervio después de su inicio, esto se define comúnmente como dispersión temporal (Freeman 1972, Dorfman 1984, Olney et al 1987, Taylor 1993, Schulte-Mattler et al 2001) (figura 3).

        El efecto de la dispersión es mucho mayor en los nervios amielínicos de pequeño diámetro. Se ha estudiado principalmente en nervios periféricos que consisten principalmente en fibras mielinizadas grandes porque producen señales de mayor magnitud y poseen umbrales de estimulación más bajos (Hallin y Torebjörk 1973, Torebjörk y Hallin 1974). Por ejemplo, hubo una reducción del 36% en el potencial de acción del compuesto cuando se estimulaba el nervio cubital humano en las regiones por encima del codo y la muñeca y se registraba en el quinto dedo (Olney et al 1987). En Taylor (1993) y Schulte-Mattler et al (2001), se estimularon grandes nervios periféricos humanos, incluidos el mediano, cubital, peroneo común y tibial, y se registraron potenciales de acción motores compuestos a unas pocas decenas de cm de distancia del estímulo.Estos estudios mostraron solo una pequeña amplitud y una disminución del área que estaban en el rango del 5% al ​​45% por metro de longitud del nervio. Por el contrario, en el nervio olfatorio del gato (Freeman 1972), que comprende principalmente pequeñas fibras amielínicas 0,1-0,5 μm de diámetro, los CAP no se pudieron registrar a más de 2,5 mm del sitio de estimulación. En vagal C fibras, hubo una disminución de & gt50% a 4 mm desde el punto de activación (Chang et al 2015).

        1.2. EIT neuronal rápido

        Similar al EIT tradicional, el EIT neuronal rápido es capaz de reconstruir una imagen de cambio en la conductancia de un tejido mediante la inyección de corrientes eléctricas y registrando voltajes de superficie (Aristovich et al 2018). Se ha demostrado que la TIE neural rápida es capaz de obtener imágenes de cambios rápidos en la corteza somatosensorial de la rata (Aristovich et al 2016) y se aplicó con éxito al nervio ciático de rata. en vivo para obtener imágenes en tiempo real en sus fascículos tibial y peroneo (Aristovich et al 2018). Para ello, se estimularon eléctricamente los nervios tibial posterior y peroneo común y se registró la actividad con el manguito flexible de múltiples electrodos colocado en el tronco del nervio ciático principal a pocos centímetros del sitio de estimulación. Las resoluciones espaciales y temporales de las imágenes fueron 100 μmy 0,3 ms, respectivamente, que demostraron ser mejores que los obtenidos mediante el análisis de fuente inversa. Los resultados presentados en ese estudio sirvieron como prueba de concepto y demostraron el alto potencial de la TIE neural rápida para obtener imágenes del interior de los nervios a nivel fascicular.

        Sin embargo, aproximadamente la mitad de las fibras del nervio ciático de la rata están mielinizadas (Schmalbruch 1986, Fouchard et al 2016) con mayores diámetros y velocidades de conducción y, por tanto, ocupan la mayor parte del área de sección transversal del nervio. Solo estas fibras grandes fueron fotografiadas en Aristovich et al (2018) porque tenían umbrales de activación más bajos y niveles de dispersión significativamente más bajos en comparación con los no mielinizados (para una explicación detallada, consulte la sección 1.3 a continuación).

        1.3. Implicaciones de la dispersión para la EIT neuronal rápida

        El uso de EIT para obtener imágenes dentro de los nervios autónomos es más desafiante ya que existe una relación señal / ruido más baja. Esto ha motivado el desarrollo de modelos numéricos de apertura de canales iónicos y los consiguientes cambios de impedancia en el nervio periférico con el objetivo de sugerir parámetros eléctricos y geométricos óptimos para la TIE durante la PAC. Hasta ahora se han publicado para axones de calamar gigante amielínico con canales iónicos de Hodgkin-Huxley (HH) (Hodgkin y Huxley 1952) y de mamíferos C-nociceptores (Tigerholm et al 2014) con hasta ocho fibras idénticas con potenciales de acción (AP) iniciados simultáneamente (Tarotin et al 2019). Sin embargo, los nervios autónomos reales, como el nervio vago cervical, comprenden miles de pequeñas fibras similares. Más de dos tercios de ellos son amielínicos en mamíferos (De Neef et al 1982, Asala y Bower 1986, Prechtl y Powley 1987, Soltanpour y Santer 1996) y humanos (Shimizu et al 2011, Verlinden et al 2016) estos tienen velocidades de conducción (CV) lentas de aproximadamente

        0,5-2 m s -1 (Coleridge y Coleridge 1984). Estas fibras tienen diferentes diámetros y, por tanto, CV. Esto provoca la dispersión de los potenciales de acción a lo largo del nervio durante la propagación. En consecuencia, es un desafío registrar una señal de amplitud suficiente cuando se aleja de un punto de estimulación, y este efecto es proporcionalmente mayor para las fibras amielínicas que para las fibras conductoras más rápidas. Por ejemplo, en el nervio ciático de rata, solo se pudieron registrar cambios de impedancia significativos en fibras rápidas con baja dispersión a más de 5 cm del sitio de inicio (Aristovich et al 2018). Las mediciones de impedancia en el nervio de la pata caminadora del cangrejo que no están mielinizadas (Boone 1995) también demostraron una alta dispersión con la posibilidad de que CAP registrara solo hasta 1,6 cm del estímulo. Además, solo se pudieron obtener imágenes de fibras rápidas con EIT neuronal rápida en el experimento del nervio ciático de rata (Aristovich et al 2018) mientras que la actividad de C las fibras no eran visibles.

        A pesar de este problema, existe la posibilidad de que la EIT genere imágenes de fibras amielínicas a mayores distancias que el CAP. Esto se debe a que se puede esperar que los potenciales de acción extracelulares de las fibras individuales se dispersen antes que los cambios de impedancia relacionados. Esto se debe a que los CAP suelen ser bifásicos o trifásicos (Harper y Lawson 1985, Gold et al 2006, Agudelo-Toro y Neef 2013, Ghitani et al 2017) por lo que se cancelan cuando se separan por dispersión. Se puede esperar que este efecto sea mucho menor para los cambios de impedancia que son principalmente monofásicos (Faulkner et al 2017, Aristovich et al 2018) en principio, por lo tanto, dZ debería disminuir más lentamente que CAP.

        Hemos explorado la posibilidad de registrar dZ más allá de CAP mediante el desarrollo de modelos computacionales FEM 3D que comprenden 50 fibras con HH (Hodgkin y Huxley 1952) o C-nociceptor (Tigerholm et al 2014) canales iónicos con tamaños y velocidades de propagación normalmente distribuidos. Estos modelos se acoplaron bidireccionalmente con el espacio externo, lo que permitió la inyección de corriente eléctrica a través de electrodos externos y la grabación externa simultánea a varias distancias por el nervio. Se desarrollaron modelos estadísticos simplificados que coinciden con los precisos para acelerar los cálculos y permitir simulaciones dZ de nervios complejos con axones & gt10 k. Si se optimiza computacionalmente, los modelos 3D FEM desarrollados y precisos podrían extenderse hasta miles de fibras con diversas propiedades geométricas y eléctricas y con la adición de tejido de conexión. Estos modelos 3D completos serían una herramienta valiosa para la simulación del comportamiento de los nervios en condiciones normales o anormales y bajo diferentes estímulos externos.

        1.4. Objetivo

        El propósito de este estudio fue investigar el comportamiento de cambio de impedancia en nervios compuestos complejos en relación con CAP. Un interés específico fue probar la hipótesis de que los cambios de impedancia se pueden registrar más abajo del nervio desde el sitio de su estimulación que el CAP.


        Discusión

        La velocidad de conducción de los axones en el nervio de la pierna difirió entre especies en el orden C. maenas & gt G. antarcticus & gt P. gibber & gt L. oceanica (Figura 2E). Para las especies templadas, la diferencia entre las velocidades de conducción a + 2 ° C y + 23 ° C (es decir, abarcando su rango ambiental normal) fue 3 veces mayor enC. maenasy 3,9 veces L. oceanica. Para ambas especies antárticas, solo hubo una diferencia de 1,2 veces entre las velocidades de conducción en los extremos de su rango ambiental (–1,8 ° C vs + 1,5 ° C ver Tabla 2).

        La menor velocidad de conducción neuronal de L. oceanica queC. maenas coincide con una gran diferencia en el tamaño de las piernas. Las longitudes de las piernas son un orden de magnitud mayor en C. maenas que en L. oceanica(aproximadamente 10 cm para un largo de 6 cm C. maenas, aproximadamente 1 cm para un 2,3 cm de largo L. oceanica). A 10 ° C, la velocidad de conducción de los axones en L. oceanica fue 1.24 m s –1 por lo que se necesitan 7 ms para que un potencial de acción viaje 1 cm a lo largo de la pierna. Si la velocidad de conducción fuera exactamente la misma en C. maenas, se necesitaría un potencial de acción de 70 ms para recorrer su tramo. La velocidad de conducción más rápida en C. maenas(3,2 m s –1 a 10 ° C), significa que sólo se necesitan 31 ms para recorrer la longitud del tramo.

        Velocidades de conducción neuronal en crustáceos peracáridos de tamaño similar de la Antártida (P. gibber) y templado (L. oceanica) los ambientes fueron muy similares cuando se midieron a las temperaturas ambientales específicas de cada especie. A la temperatura ambiental mínima de la Antártida de –1,8 ° C, la velocidad de conducción en P. gibber fue de 0,71 m s –1. Velocidad de conducción en su relativa templada L. oceanica fue un 24% más lento que esto, a 0.54 m s –1, cuando se midió a la temperatura mínima ambiental más alta para esa especie de + 2 ° C (Tabla 2). Incluso a 10 ° C, aproximadamente el punto medio del rango de temperatura para L. oceanicay muy por encima de la temperatura ambiental máxima para P. gibber, la especie antártica mantuvo una velocidad de conducción más rápida que su pariente templado. Aunque se ha observado una compensación parcial (Prosser, 1958) tanto en peces antárticos (Macdonald, 1981) como en peces árticos (Melani y Moran, 1998), nuestros datos proporcionan evidencia de una compensación perfecta de la velocidad de conducción neuronal en crustáceos peracáridos templados y antárticos. Velocidad de conducción en L. oceanica solo se volvió más rápido que eso en P. gibber a temperaturas superiores a 10 ° C (Tabla 2). Esto significa que, en comparación con sus respectivos límites superiores de temperatura ambiental de + 1,5 ° C y + 23 ° C, la velocidad de conducción en las especies antárticas (0,85 ms –1) fue un 60% más lenta que en las templadas (2,11 ms –1 ).

        El efecto de la temperatura sobre la velocidad de conducción de neuronas o nervios de invertebrados identificados, de este estudio [C. maenas (Cm.A, Cm. B), L. oceanica (L.o.), G. antarcticus (Georgia.) y P. gibber (P.g.) símbolos abiertos) y datos publicados (símbolos sólidos y grises]. Clave: 1 calamar Loligo vulgaris, neurona motora (MN) (Chapman, 1967) 2 araña Cupiennius salei, neurona sensorial (SN) (Höger y French, 1999) 3 cucaracha Periplaneta americana, SN (Chapman y Pankhurst, 1967) 4 langosta Locusta migratoria MN (Xu y Robertson, 1994) 5 langosta Locusta migratoria interneurona (IN) (Money et al., 2005) 6 langosta Schistocerca gregaria (MN) (Burrows, 1989) 7 G. antarcticus, registros de nervios de las piernas y del cordón del nervio ventral combinados (Macdonald, 1981), 8 C. maenas, SN (Fraser, 1990) y 9 Colossendeis robusta, grabaciones de los nervios de las piernas (Macdonald, 1981).

        El efecto de la temperatura sobre la velocidad de conducción de neuronas o nervios de invertebrados identificados, de este estudio [C. maenas (Cm.A, Cm. B), L. oceanica (L.o.), G. antarcticus (Georgia.) y P. gibber (P.g.) símbolos abiertos) y datos publicados (símbolos sólidos y grises]. Clave: 1 calamar Loligo vulgaris, neurona motora (MN) (Chapman, 1967) 2 araña Cupiennius salei, neurona sensorial (SN) (Höger y French, 1999) 3 cucaracha Periplaneta americana, SN (Chapman y Pankhurst, 1967) 4 langosta Locusta migratoria MN (Xu y Robertson, 1994) 5 langosta Locusta migratoria interneurona (IN) (Money et al., 2005) 6 langosta Schistocerca gregaria (MN) (Burrows, 1989) 7 G. antarcticus, registros de nervios de las piernas y del cordón del nervio ventral combinados (Macdonald, 1981), 8 C. maenas, SN (Fraser, 1990) y 9 Colossendeis robusta, grabaciones de los nervios de las piernas (Macdonald, 1981).

        La velocidad de conducción neuronal fue mucho más rápida en nuestras grabaciones de C. maenas que en un estudio anterior (Fig.8) (Fraser, 1990), tal vez porque los datos anteriores eran de un C. maenas Nervio sensorial. La velocidad de conducción neuronal de G. antarcticus en nuestro estudio fue ligeramente más lento que lo informado en un estudio anterior (Fig.8) (Macdonald, 1981), aunque la dependencia térmica de la velocidad de conducción neuronal de G. antarcticus fue similar [0.058 m s –1 deg. –1, este estudio 0.052 m s –1 deg. –1 (Macdonald, 1981)].

        La dependencia térmica de la velocidad de conducción neuronal.

        La velocidad de conducción neuronal tuvo una mayor dependencia de la temperatura en templados C. maenas que en las especies antárticas G. antarcticus y P. gibber(Figura 3A). En contraste, las otras especies templadas L. oceanica, no lo hizo, por lo que la euritermalidad por sí sola no puede explicar las diferentes dependencias térmicas de las diferentes especies. L. oceanica tiene una dependencia térmica similar a la de las especies antárticas probadas en el presente y en estudios anteriores (Fig.8), pero la dependencia térmica de la velocidad de conducción en C. maenas es más similar a los de los insectos principalmente tropicales estudiados hasta la fecha (Fig. 8). Puede ser beneficiosoC. maenas, y quizás insectos tropicales, para tener una mayor dependencia térmica de la velocidad de conducción neuronal, de modo que las tasas de comportamiento se pueden modificar fuertemente para utilizar recursos que fluctúan con la temperatura.

        Los artrópodos tropicales estudiados hasta la fecha son relativamente inactivos a bajas temperaturas (por ejemplo, Uvarov, 1977). Nuestro estudio, por tanto, amplía considerablemente la diversidad de animales para los que se ha estudiado la dependencia de la temperatura de la función neuronal. Además, nuestros datos amplían en más de 10 ° C las temperaturas más bajas que se han analizado en la mayoría de los estudios anteriores, e incluyen por primera vez temperaturas significativamente inferiores a 0 ° C. Se muestra que la dependencia lineal de la velocidad de la temperatura reportada en una variedad de especies (Fig. 8) continúa a –1.8 ° C en las cuatro especies de crustáceos que estudiamos. La alta dependencia térmica de la velocidad de conducción en las especies tropicales (Fig. 8) presumiblemente contribuye a la alta dependencia térmica de las funciones de comportamiento, como la frecuencia del batido de las alas en las langostas voladoras (Xu y Robertson, 1994).

        De estudios previos, solo el del calamar Loligo vulgaris(Chapman, 1967) demostró una dependencia no lineal de la temperatura de la velocidad de conducción (Fig. 8). Aquí, la velocidad de conducción cayó marcadamente a temperaturas por debajo de 0 ° C. Nuestros datos muestran que esta no linealidad a baja temperatura no es una característica general entre las especies. Nuestros datos para C. maenas, por el contrario, revelan una no linealidad positiva a altas temperaturas (& gt10 ° C) en algunos animales y una meseta débil en otros (Fig. 2E). Es inusual que un proceso fisiológico tenga una dependencia lineal de la temperatura y, sin embargo, con muy pocas excepciones (p. Ej. C. maenas, este estudio), la conducción neuronal sí (Fig.2) (Macdonald, 1981), por lo que no está claro si esta linealidad resulta de la interacción de muchas relaciones no lineales, o se debe a un solo factor subyacente que tiene un efecto positivo Relación lineal con la temperatura.

        Bloqueo térmico superior de conducción neuronal

        Las cuatro especies estudiadas tienen temperaturas similares de bloque térmico superior (Fig. 2). Aunque las especies de zonas templadas sobreviven a temperaturas superiores a 10 ° C, que causan una alta mortalidad en los invertebrados antárticos (Wells, 1979 Peck y Conway, 2000), no existe una diferencia correspondiente en su límite superior de propagación del potencial de acción. Esto sugiere que la falta de ejecución de los potenciales de acción no es lo que determina la mortalidad a 10 ° C en las especies antárticas. Además, sugiere que hay poca diferencia en la estabilidad térmica de los canales iónicos de membrana involucrados en la propagación del potencial de acción entre especies templadas y antárticas.

        Para G. antarcticus y C. robusta Macdonald (Macdonald, 1981) informó el bloqueo térmico superior en los nervios de las piernas a 31 ° C y a 28 ° C, es decir, alrededor de 10 ° C más alto que los valores reportados en el presente estudio. Esta diferencia puede resultar de diferentes tasas de cambio de temperatura impuesto o de una diferente dosis térmica entre los dos estudios.

        Los insectos tropicales y un calamar templado tienen temperaturas más altas del bloque térmico superior, propagando potenciales de acción a temperaturas superiores a 30 ° C (Fig.8) (Chapman, 1967 Chapman y Pankhurst, 1967 Burrows, 1989 Xu y Robertson, 1994 Höger y French, 1999), lo que es claramente una adaptación imprescindible para llevar a cabo un comportamiento a estas altas temperaturas, a las que los crustáceos marinos nunca están expuestos de forma natural.

        La temperatura más baja a la que se pueden realizar los potenciales de acción está mal documentada porque la mayoría de los estudios no han probado temperaturas por debajo de 10 ° C (p. Ej., Burrows, 1989 Höger y French, 1999), y en otros casos, no se proporcionó la temperatura mínima experimental (p. Ej. Fraser, 1990). El calamar L. vulgaris tiene un bloqueo térmico más bajo de –0,5 ° C (Chapman, 1967). Nuestros datos demuestran que tanto en las especies antárticas estenotérmicas como en las especies de crustáceos templados euritérmicos, el límite inferior para la conducción del potencial de acción está cerca del punto de congelación del agua de mar, –1,8 ° C. Especies terrestres de insectos que continúan comportándose a temperaturas aún más bajas [p. Ej. el mosquito del Himalaya Diamesa Meigen sp., Activa a –16 ° C (Kohshima, 1984)] debe conducir potenciales de acción a estas temperaturas extremas, pero esto no se ha demostrado explícitamente.

        Para la estenotermia antártica G. antarcticus, demostramos que algunos receptores sensoriales producen más potenciales de acción por estímulo a temperaturas que exceden el rango ambiental normal (es decir, 5–10 ° C), que dentro de él. Una consecuencia de esto debe ser que el rango dinámico del disparo de salida de los receptores no es óptimo en condiciones normales. Quizás los costos energéticos de generar frecuencias más altas de actividad sean prohibitivos a bajas temperaturas. Alternativamente, puede ser que los efectos de salida (por ejemplo, los efectos postsinápticos en las neuronas aguas abajo) se saturen incluso a bajas frecuencias de disparo cuando la temperatura es baja, lo que significa que tasas más altas simplemente desperdiciarían energía sin ningún efecto.

        El número y el diámetro de los axones en el nervio de la pierna.

        Nuestra medida de la velocidad de conducción se basó en la latencia de los axones más rápidos que contribuyen al potencial de acción compuesto (Fig. 1). Las velocidades de conducción fueron más rápidas para G. antarcticus que L. oceanica(Fig. 2E), sugiriendo la presencia de axones de mayor diámetro en el primero. Los datos de nuestro microscopio electrónico de transmisión demuestran, sin embargo, que el número de axones de gran diámetro es el mismo en ambas especies y que el diámetro medio del axón es menor en G. antarcticus que L. oceanica(Figura 6).

        Los diámetros medios de los axones de dos individuos de G. antarcticus (0,89 y 0,28 μm) fueron mayores que el promedio de 0,1 μm informado por Macdonald (Macdonald, 1981). La razón de esta diferencia no es evidente, pero Macdonald puede tener nervios sensoriales seccionados, que generalmente tienen axones de menor diámetro que los nervios motores (por ejemplo, Xu y Robertson, 1994) o puede haber usado animales particularmente pequeños o jóvenes. Los axones de 0,1 μm de diámetro y menores se resolvieron en el presente estudio, pero representaban solo una pequeña fracción de los axones dentro de los nervios de las piernas.

        La velocidad de conducción de un axón es proporcional a su constante de longitud (Hodgkin, 1954) y ambos pueden incrementarse mediante un aumento en el diámetro del axón o la resistencia de la membrana. Como la diferencia en la velocidad de conducción absoluta entre G. antarcticusy L. oceanica no se explica por el diámetro del axón, esto sugiere que las capas de envoltura alrededor de algunos axones de gran diámetro en G. antarcticus aumentar la resistencia de la membrana y, por tanto, la velocidad de conducción. Algunos copépodos calanoides pertenecientes a las superfamilias Megacalanoidea y Clausocalanoidea tienen axones y haces de nervios rodeados por vainas de mielina (Davis et al., 1999).La mielinización mejora la velocidad de conducción al aumentar la resistencia de la membrana y, por lo tanto, la constante de longitud del axón (Eckert y Randall, 1983). Las envolturas son responsables de las respuestas de escape extremadamente rápidas de los copépodos. Undinula vulgaris y Neocalanus gracilis(Lenz et al., 2000 Weatherby et al., 2000), que tienen latencias de alrededor de una cuarta parte de las que se encuentran en especies estrechamente relacionadas que no tienen envolturas similares a la mielina. Estos tiempos de reacción más rápidos aparentemente permiten U. vulgaris y N. gracilis colonizar aguas abiertas, mientras que las especies sin mielina están restringidas a aguas profundas. A pesar de las aparentes ventajas, las envolturas similares a la mielina son sorprendentemente raras en los invertebrados. Los envoltorios en G. antarcticus parecen menos densos que los de los copépodos, pero si actúan para mejorar la conducción como suponemos, esto podría proporcionar un mecanismo de adaptación al frío en este gran animal.

        Hubo una variación considerable tanto en el número como en el diámetro de los axones presentes en los individuos de la misma especie. La mayor diferencia estaba en los axones más pequeños (los de menos de 1 μm de diámetro) con una diferencia de cuatro veces entre dos individuos de G. antarcticus. No hubo diferencia en el número de axones de más de 1 μm de diámetro. El pequeño tamaño de la muestra impide una explicación definitiva para esta observación, pero una posibilidad es que los animales fueran de diferentes edades. A medida que un artrópodo envejece y crece, aumenta el número de sensillas sensoriales (Jander y Jander, 1994 Sandeman y Sandeman, 1996 Brézot et al., 1997 Steullet et al., 2000). Esta proliferación produciría una diferencia en el número de axones de diámetro principalmente pequeño entre dos grupos de edad. Tales diferencias no habrían resultado en una variación intraespecífica en la velocidad de conducción neuronal, porque nuestra medida de velocidad se basa en los potenciales de acción más rápidos, que representan la actividad de los axones de mayor diámetro.


        Ejercicio 1: Fuerza del estímulo y respuesta muscular

        Objetivo: Para determinar el efecto de la fuerza del estímulo en la respuesta del inervado secuestrador digiti minimi músculo.

        Visión general: Estimulará la neurona motora del abductor digiti minimi con cantidades crecientes de corriente (medida en miliamperios, se lee como AMP en LabScribe). Medirá la respuesta muscular EMG cada vez (en mV) y registrará el valor en su informe de laboratorio. Continuará hasta que obtenga tres lecturas seguidas con el mismo valor (+/- 0,2 mV). De esas tres lecturas, coloque una marca junto al valor de corriente más bajo (amplitud) en su informe de laboratorio que usará este valor para el ejercicio 2.

        Comprobación de la ubicación de los electrodos y preparación para registrar datos

        1. Pídale al sujeto que coloque su mano derecha en el banco con la palma hacia abajo o deje que cuelgue relajado a su lado. Dígale al sujeto que se relaje. Nota:El sujeto debe asegurarse de relajar completamente el antebrazo y la mano. Al principio, deberá continuar aumentando la amplitud del pulso hasta que se genere una respuesta. El estímulo que no crea una contracción muscular es subumbral.
        2. Al iniciar este experimento, asegúrese de que 0 sea el número en la ventana AMP. Si no es así, cambie el valor a cero. Haga clic en Grabar en la ventana principal de LabScribe. LabScribe registrará un solo barrido con un tiempo de visualización de 50 milisegundos. Dado que la amplitud de salida se establece en cero, no debería haber respuesta del secuestrador digiti músculo (sin contracciones musculares en el dedo meñique).
        3. Incrementar la salida amplitud a 1 milliAmp en la barra de herramientas usando las flechas arriba / abajo o colocando 1 en el cuadro resaltando y cambiando el número a 1 (AMP). Haga clic en & ldquoAPPLY & rdquo. Haga clic en el registro de nuevo y grabar otro barrido. Haga clic en el botón AutoScale del canal Muscle para mejorar la visualización de la respuesta muscular y rsquos (Métodos Figura 1).

        Continuar a aumente la amplitud de salida en un incremento de 1 mAMP (1 & ldquoAMP & rdquo en el botón estimulador LabScribe) hasta que obtenga una contracción muscular y una onda M EMG para el sujeto.Haga clic en aplicar.

        Recuerde, después de cada aumento de amplitud, debe haga clic en & ldquoAPPLY & rdquo antes de haciendo otra grabación!

          • 1 AMP y ndash APLICAR y ndash Record
          • 2 AMP y ndash APLICAR y ndash Record
          • 3 AMP y ndash APLICAR y ndash Record
          • 4 AMP & ndash APLICAR & ndash Record & hellipetc.
          • Si no obtiene ninguna onda de potencial de acción en la pantalla EMG por 10 AMP, reposicionar las almohadillas de los electrodos comenzando con D.
          • Mantenga los broches en línea y muévase D & amp E ligeramente hacia un lado de la posición anterior.
          • Pídale ayuda a su asistente técnico.

          Iniciar la recopilación de datos para el Experimento 1

          • Ahora que sabemos que la ubicación del electrodo es óptima, abra un nuevo archivo de datos. CADA PARTICIPANTE debe tener su propio archivo de datos para este laboratorio.
          • Regrese a AMP 1 para comenzar a recopilar datos.
          • Después de grabar cada & ldquosweep & rdquo (cada vez que hace clic en GRABAR), Realice inmediatamente el análisis de datos en la ventana principal (ver más abajo). No registre todos los barridos y vuelva a hacer análisis, ya que puede ser más largo.
          • Continúe aumentando la amplitud de salida en 1 AMP siempre haciendo clic en & ldquoAPPLY & rdquo y luego grabando la respuesta hasta que el impulso muscular alcance un máximo (la amplitud de los picos de la onda M de su análisis ya no aumenta con el estímulo adicional aplicado): una vez que consigas tres lecturas seguidas con el mismo valor (+/- 0,2 mV), observe el valor más bajo de los tres AMP. Utilizará este valor para el ejercicio 2. Es posible un máximo de 19, no supere los 19 AMP.
          • Cuando haya terminado, asegúrese de seleccionar Guardar como en el menú Archivo y asigne un nombre al archivo. Elija un destino en la computadora en el que guardar el archivo (por ejemplo, su carpeta). Haga clic en el botón Guardar para guardar el archivo (como un archivo * .iwxdata).

          Ejercicio 1 Análisis de datos

          Se pueden seleccionar diferentes barridos en cualquier momento haciendo clic en la lista de barridos en la parte inferior de la pantalla principal (1: 1, 2: 1, etc.). Si analiza datos en la pantalla principal mientras graba, el barrido que necesita analizar ya está seleccionado. La barra de tareas Barridos se muestra a continuación.

          1. Grabe V2-V1, la amplitud de la onda M
            • Para encontrar la amplitud: Haga clic y arrastre un cursor a la base de la onda EMG y el segundo cursor a la onda EMG pico superior.En el caso de ondas múltiples, seleccione la primera onda EMG (no el artefacto de estímulo), la onda M se muestra en la imagen a continuación. El valor V2-V1 que se encuentra en la tabla en la parte superior derecha de la ventana principal es la amplitud de la respuesta muscular. Registre la amplitud de cada respuesta (en mV) con su correspondiente fuerza de estímulo aplicada (en mA) en la tabla de su informe de laboratorio. Mida todas las ondas EMG visibles (potenciales de acción). Si no hay ningún registro EMG M-Wave & ldquoSubthreshold & rdquo en su informe de laboratorio.

          ¿Cómo aumenta el aumento de la temperatura el potencial de acción del compuesto en alguna célula nerviosa? - biología

          [Adaptado de Oakley, B. y R. Schafer. 1978. Neurobiología experimental. Univ. Michigan, Ann Arbor.]

          Introducción

          En 1850, Hermann von Helmholtz estimó por primera vez la velocidad de los impulsos nerviosos transmitidos en una preparación de nervio-músculo de rana con un quimógrafo mecánico y palancas de escritura. Durante la segunda mitad del siglo XIX, Sherrington y otros desarrollaron los conceptos subyacentes a la teoría moderna de la conducción nerviosa, pero la investigación electrofisiológica moderna aguardaba el desarrollo del osciloscopio de rayos catódicos. Usando este aparato, Erlanger y Gasser midieron por primera vez en 1921 las corrientes iónicas de los potenciales de acción compuestos. Sus estudios proporcionaron una base importante para nuestra comprensión actual de la función nerviosa. El nervio ciático de la rana fue la preparación clásica para el estudio del potencial de acción hasta que los investigadores experimentales desarrollaron métodos de registro intracelular para estudiar las fibras gigantes del calamar.

          Los potenciales de acción se pueden provocar simultáneamente en miles de axones de un nervio periférico como el ciático mediante estimulación eléctrica. La respuesta colectiva se denomina potencial de acción compuesto. Por indiscriminada que pueda parecer esta técnica de registro macroscópico, algunos aspectos básicos de la conducción neuronal (tasas máximas de disparo, umbral, velocidad de conducción y el papel del tamaño del axón y la mielinización) pueden demostrarse utilizando el abordaje del nervio completo.

          Procedimiento

          Configuración preliminar: Es fundamental familiarizarse con los instrumentos y el sistema de registro antes de comenzar la disección. La instrumentación puede parecer formidable, pero generalmente es la viabilidad vacilante de una preparación biológica lo que pone fin al experimento. Por lo tanto, cualquier problema práctico o conceptual relacionado con el equipo debe resolverse antes de tocar el animal de experimentación.

          Procedimiento quirúrgico: Se le proporcionará una rana toro de doble cara (Rana catesbiana). Tome un pliegue de piel en la mitad del abdomen con unas pinzas y, evitando cortar la cavidad abdominal con las tijeras, corte la piel alrededor de la rana. Tire de la piel hacia abajo, evertiéndola mientras tira, y quítela de las piernas. Coloque la rana con el lado dorsal hacia arriba y separe suavemente los músculos del muslo para revelar el nervio ciático blanco y los vasos sanguíneos que lo acompañan (ver Fig. 1). No confunda la fascia del músculo blanco con el nervio. Pregunte si no está seguro.

          Separe los músculos y libere el nervio del tejido circundante con herramientas de vidrio sin filo siempre que deba tocar el nervio. Haga una herramienta de este tipo calentando una varilla de vidrio en la llama de un mechero Bunsen y sacando una punta de trabajo alisada hasta aproximadamente el ancho de una mina de lápiz sin brillo. Aplique líquido de perfusión anfibio (solución de Frog Ringer) generosamente mientras trabaja. No contamine el nervio con tejidos cortados o sangre, y no toque el nervio con herramientas de metal o con los dedos. Evite estirar, pellizcar o secar el nervio.

          Sostenga el uroestilo y corte con cuidado los músculos de ambos lados del hueso. Libere el extremo caudal del urostilo y levántelo para exponer las estructuras subyacentes. Tenga en cuenta las dos regiones de fibras blancas que componen el plexo del nervio ciático. Cada nervio ciático se origina como tres raíces nerviosas espinales. Corta el urostyle en su bisagra. Ate con cuidado las raíces con el extremo de un hilo de algodón empapado de Ringer de 10 cm de longitud. Corte las raíces nerviosas lo más cerca posible de la médula espinal. Ahora libere el nervio desde la cadera hasta la rodilla, levantando con el hilo según sea necesario. [PRECAUCIÓN: ¡No estire el nervio!] Cuando el nervio se haya liberado por completo, corte el extremo distal con unas tijeras. Sumerja el nervio en un vaso pequeño de líquido de perfusión.

          Instalación del nervio en el aparato de grabación: Tape los orificios de la cámara nerviosa con vaselina y llene la cámara con líquido de perfusión hasta un punto de unos 5 mm por encima de los cables de los electrodos. Coloque el nervio a lo largo de la cámara para que flote sobre los cables. Observe qué extremo del nervio es cuál (el extremo anterior es más grueso). Manipule el nervio con herramientas de vidrio mientras extrae suficiente líquido para que descanse sobre los cables de los electrodos. El nervio debe estar en contacto físico con cada uno de los cables y el nivel del líquido debe estar muy por debajo de todos los cables para evitar que se produzcan un cortocircuito. Un extremo del nervio puede permanecer en el líquido, pero no ambos. Coloque la cubierta sobre la cámara nerviosa para evitar que se seque.

          Si el secado del tejido nervioso parece ser un problema, agregue una capa de aceite mineral saturado con Ringer sobre el líquido que ya está en la cámara. Cubra los electrodos y el nervio. A medida que se agrega aceite, puede levantar el nervio de los electrodos. Para evitar esto, agregue la mezcla de aceite / Ringer dejándolo caer sobre y encima del nervio hasta que el nervio esté sumergido. Mire para ver que se hace un buen contacto entre el nervio y cada electrodo. Si se pierde el contacto entre el nervio y los cables de los electrodos, se puede restablecer manipulando el nervio con un gotero y una gota medio exprimida de la solución de Ringer.

          Procedimiento de grabación analógica: Disponga los cables de los electrodos de modo que estimule y registre en los extremos opuestos del nervio y conecte a tierra el centro (consulte la figura 2). Para grabar, conecte un par de cables a dos electrodos cerca de la porción distal (delgada) del nervio y conecte el otro extremo de este par de cables a la entrada del preamplificador [o directamente al osciloscopio si no se utilizan preamplificadores]. Estos cables deben ser lo más cortos posible para minimizar la captación de interferencias eléctricas.

          Conecte un tercer cable (verde si es posible) a uno de los otros electrodos a mitad de camino a lo largo del nervio y páselo por una terminal de tierra en el preamplificador. Conecte otro par de cables desde la salida del estimulador a un par de electrodos en el extremo proximal (grueso) del nervio. Asegúrese de que el electrodo negativo esté más cerca de los electrodos de registro. El potencial de acción se inicia en el electrodo negativo (cátodo).

          La presencia del ánodo (electrodo positivo) entre el cátodo y los electrodos de registro puede bloquear la transmisión AP ya que el ánodo hiperpolariza el nervio.

          Conecte la salida del preamplificador a la entrada del osciloscopio con los cables y conectores blindados adecuados. Conecte la salida de sincronización del estimulador (salida de disparo) a la entrada de disparo del osciloscopio. Esta disposición sincroniza el inicio del barrido del osciloscopio con el pulso de salida del estimulador. Consulte la Fig. 3 para ver la configuración de grabación.

          Utilice los siguientes ajustes iniciales en su equipo:

          Estimulador Preamplificador
          Frecuencia 7 / seg Ganar 100X
          Duración 0,1 mseg Filtros de paso de banda baja = 10 Hz
          Voltaje 0.1 V para comenzar Bajo
          Modo apagado al principio Filtros de paso de banda alta = 3-5 kHz
          Entrada sobre USE
          Base de tiempo: Amplificador vertical:
          Tiempo / división = 1 mseg / div Voltios / div = 20 mV / div (compruebe que la perilla VAR esté ajustada completamente en el sentido de las agujas del reloj en CAL)
          Modo de disparo = Externo / Normal Posición = Trazar a escala media o inferior
          Selector de entrada = modo DC

          Calibración: Ajuste la ganancia general del sistema (preamplificador más osciloscopio) a aproximadamente 100 m V / div. Verifique usando la función de calibración del preamplificador. Coloque la perilla de entrada del preamplificador Grass en CAL 100 m V y presione el botón G1 NEG varias veces seguidas. Altere la ganancia del amplificador vertical del osciloscopio para producir una desviación de 1 cm cuando se tira de G1 NEG. Durante los experimentos, es posible que deba modificar la ganancia del sistema para mostrar mejor los AP compuestos que produce el nervio, y debe volver a calibrar utilizando este enfoque al hacerlo.

          Recuerde que estos son ajustes sugeridos para iniciar el experimento. Reajustar la ganancia del amplificador vertical y la base de tiempo del osciloscopio para mostrar visualmente el potencial de acción del nervio es un proceso continuo. Simplemente mantenga notas precisas sobre la configuración utilizada cada vez que registre un dato.

          Grabación digital con MacLab: Encienda MacLab y Macintosh. Abra la carpeta de su grupo de laboratorio haciendo doble clic en el icono. Esta carpeta debe contener todo el software que necesitará para ejecutar y analizar el laboratorio de hoy. Ejecute el programa llamado SCOPE haciendo doble clic en el icono etiquetado como & quot; Laboratorio del nervio ciático & quot. Esto iniciará SCOPE y le proporcionará un osciloscopio computarizado listo para grabar. Este osciloscopio digital se diferencia del Kikusui en varios aspectos, pero lo más importante para nosotros es la capacidad del MacLab para registrar y almacenar una forma de onda para su análisis.

          Conecte la salida CH 1 del osciloscopio Kikusui (en la parte posterior de la máquina) a la entrada CH 1 del MacLab. Con el Kikusui encendido y funcionando libremente (disparador = automático) pero el control MODE del estimulador apagado y el nervio inactivo, abra el MacLab cuadro de diálogo del amplificador de entrada en SCOPE (solo apunte y haga clic con el cursor).

          Con la perilla de entrada del preamplificador Grass en CAL 100 m V, presione el botón G1 NEG en el preamplificador varias veces. Esto debería producir una deflexión de 1 cm en el osciloscopio (dado que ya ha calibrado la ganancia general del sistema hasta ese punto) y también debería producir una onda cuadrada de buen tamaño ("buen tamaño" es aproximadamente 1/3 de la escala completa más o menos) en la traza de grabación del amplificador de entrada SCOPE. Restablezca la ganancia del amplificador vertical del osciloscopio o la ganancia del amplificador de entrada SCOPE (haga clic y arrastre con el cursor) para obtener una onda fácilmente visible en la computadora cuando se presiona G1 NEG. Este valor CAL del preamplificador Grass se puede usar más tarde para calibrar las grabaciones de la computadora, por lo que una vez que haya comenzado, registre una onda CAL o dos de tamaño conocido para acompañar sus potenciales de acción nerviosa registrados. Cuando esté satisfecho, cierre el cuadro del amplificador de entrada SCOPE haciendo clic en Aceptar.

          Conecte la salida del disparador del estimulador en la entrada del disparador del MacLab usando el cuadro de `` alargador de pulsos ''. Verifique el cuadro de diálogo de visualización en SCOPE para examinar la configuración del disparador en la grabación. Esto debe configurarse para externo. Tenga en cuenta también la configuración de grabación: varios se ponen realmente ocupados muy rápido, por lo que probablemente debería usar barridos únicos o el modo de superposición al principio para grabar.

          Cuando esté listo para registrar una onda de su preparación nerviosa (más tarde, ¡todavía no!), Configurará el osciloscopio para que haga un barrido y muestre el AP. Cuando se activa SCOPE, manualmente con el ratón (USER) o con el estimulador (TRIGGER), aparecerá una onda en la pantalla. Puede grabar la onda mostrada o elegir Nuevos datos para grabar otra. Practique el uso de la función de grabación SCOPE sin grabar AP hasta que lo haya dominado. Una vez que grabe, anote su voltaje de estímulo y otros datos en el cuaderno de comentarios adjunto a cada página del osciloscopio. Registre un pulso de calibración para usarlo en la medición del tamaño de los AP. Consulte el manual de instrucciones SCOPE para obtener más detalles.

          Procedimiento experimental

          Ahora que ha llegado a un buen conocimiento de la configuración y el funcionamiento del equipo, finalmente está listo para comenzar los experimentos. Lea cada sección con anticipación y sepa cuál es el objetivo de ese experimento antes de comenzar.

          1. Umbral: Primero, active el estimulador colocando el interruptor de modo de salida en la posición continua (múltiple). Aumente gradualmente el voltaje del estímulo desde 0.1 V. Verá el artefacto del estímulo como la primera onda que aparece, es el voltaje estimulante conducido en el exterior del nervio y recogido a través de los electrodos de registro. Se puede ver que el artefacto varía con la duración del estímulo.

          Continúe aumentando el voltaje del estímulo hasta que aparezca una segunda onda a la derecha del artefacto. Este es el potencial de acción compuesto. Continúe aumentando el estímulo hasta que esta onda alcance una amplitud máxima. Reduzca el voltaje y observe el voltaje al que aparece el AP por primera vez. Este es el voltaje umbral para los axones más sensibles (o aquellos más accesibles a la corriente estimulante).

          Aumente la intensidad del estímulo hasta que se observe una respuesta máxima. En este punto, todas las fibras nerviosas están conduciendo activamente AP y la forma de onda que se ve es la suma de todas ellas. Este crecimiento del AP con una intensidad de estímulo creciente oculta el hecho de que el potencial de acción de cada fibra individual es un evento de todo o nada. El compuesto AP tiene estas propiedades distintivas: no es la primera desviación observada su amplitud, aunque inicialmente aumenta al aumentar la intensidad del estímulo, no es una función lineal de la fuerza del estímulo su duración no es una función directa de la duración del estímulo no tiene la forma del artefacto de estímulo.

          Registre el umbral y el voltaje necesarios para generar una respuesta máxima. Grabe una forma de onda típica con Scope en MacLab. Anote todos los ajustes del instrumento y compruebe la base de tiempo y la calibración vertical de su grabación. Apague el estimulador para permitir que el nervio descanse.

          2. Reclutamiento de fibras nerviosas: para producir una ilustración gráfica de la respuesta de su nervio a diferentes intensidades de estímulo, registre varias ondas a diferentes voltajes de estímulo entre el umbral y el voltaje máximo.

          3. Forma de onda: monofásica y bifásica: La forma de la forma de onda observada en la pantalla del osciloscopio depende de varios factores. La distancia entre los electrodos de registro, la velocidad de barrido, la ganancia, la configuración del filtro y la condición del nervio influyen en la forma del compuesto AP observado.

          Regrese el voltaje del estímulo a 0.1 V. Suba la intensidad hasta que el voltaje esté aproximadamente un 10% por encima del necesario para obtener una respuesta máxima. Invierta la polaridad de los electrodos de registro, si es necesario, de modo que la desviación inicial de la forma de onda mostrada sea hacia arriba. El AP compuesto de un nervio no dañado suele ser bifásico. Cuando el AP pasa por el primer electrodo de registro, impulsa ese electrodo negativo con respecto al electrodo más distante. Si dispuso previamente los electrodos como se indicó anteriormente, la desviación inicial será hacia arriba. Luego, cuando la onda de despolarización (AP) llega al segundo electrodo de registro, haciéndolo negativo, la traza del osciloscopio se desvía hacia abajo. Registre la onda bifásica en Scope, registrando la amplificación y la base de tiempo como referencia.

          Aplasta el nervio en el sitio del segundo electrodo de registro (más distante) pellizcándolo con un par de pinzas finas. Esto debería inactivar el nervio y producir un registro monofásico. Es posible que deba triturar y controlar el nervio varias veces para asegurarse de tener una grabación completamente monofásica. Una pequeña gota de KCl isotónico (0,16 M) aplicada al área triturada ayudará en el desarrollo de un AP monofásico. Registre la onda monofásica y registre la amplificación y la base de tiempo.

          4. Velocidad de conducción: La medición del tiempo y la distancia entre la aparición del AP en diferentes electrodos de registro puede proporcionar una estimación de la velocidad de conducción AP del nervio. Reorganice los electrodos para estimular en el extremo distal (delgado) y registrar en el extremo proximal (grueso). Determine la velocidad de conducción moviendo el electrodo de registro activo (primero) y el tiempo y las distancias de registro como en la Fig. 4. Mida los tiempos desde el inicio del artefacto de estímulo (o comienzo del barrido) hasta el pico del AP. Puede leer la pantalla del osciloscopio con mayor precisión si la extiende con una velocidad de barrido rápida. Mide la distancia recorrida con un micrómetro. Puede hacer esto una vez que haya terminado si está seguro de registrar los números de electodo utilizados. Exprese la velocidad de conducción en metros / segundo.

          Si el nervio es muy corto, la velocidad de conducción puede estimarse midiendo el intervalo de tiempo entre el comienzo del estímulo y la distancia entre el cátodo estimulante y el primer electrodo de registro. Esta medida es menos precisa porque incluye un tiempo desconocido para iniciar el impulso. La precisión de este método aumenta utilizando una intensidad de estímulo supramáxima y una duración de estímulo tan breve como sea posible.

          5. Grupos de fibras: Dentro de la población total de fibras en el nervio ciático de la rana hay varios grupos de axones de diámetro similar y, por lo tanto, umbral y velocidad de conducción similares. Conecte los electrodos para grabación monofásica. Reduzca la frecuencia a 5 estimulaciones / seg. Intente identificar tantos picos del compuesto AP como sea posible, aumentando lentamente el voltaje del estímulo y buscando la adición de nuevos picos. Debería ser posible encontrar dos de los tres picos principales del compuesto AP demostrados por Erlanger y Gasser (1968): A, el más grande, correspondiente a fibras mielinizadas grandes y C (la onda más lenta), correspondiente a fibras amielínicas muy finas. Dentro de la onda A, es posible que pueda separar varios subpicos, las fibras A-alph, A-beta y A-delta (consulte la Fig. 5).

          La velocidad de conducción de las fibras C es solo 1/100 de la del pico A-alfa y, por lo tanto, para ver el pico C, debe estimular a una velocidad lo suficientemente baja para que aparezca antes de la siguiente onda A. La velocidad de barrido también debe ser baja (aprox. 50 mseg / div) y la intensidad del estímulo alta.

          Determine las amplitudes relativas, los umbrales y las velocidades de conducción de cada grupo de fibras en su preparación. El diámetro de la fibra es probablemente el determinante más importante de la velocidad de conducción, y las fibras grandes conducen más rápido.

          6. Curva fuerza-duración [opcional]: la capacidad del estímulo para provocar una respuesta depende tanto de la duración del estímulo como de su intensidad. En otras palabras, se puede obtener una respuesta utilizando una corriente fuerte durante un tiempo breve o una corriente débil durante un tiempo prolongado. La relación entre la fuerza y ​​la duración se puede determinar empíricamente para la preparación del nervio ciático.

          Varíe la duración y mida el voltaje umbral. Puede definir el umbral como una respuesta pequeña pero observable (por ejemplo, una desviación de 1 cm). Utilice un criterio constante para registrar el estímulo umbral. Comience estableciendo la duración del estímulo en 100 ms y aumente gradualmente la intensidad del estímulo hasta que se observe una respuesta. Disminuya la duración a 50 mseg y avance el voltaje hasta que se observe una respuesta idéntica. Continúe con este proceso durante diferentes duraciones de estímulo.

          Trace una curva de duración de la fuerza, con la intensidad del estímulo (V) en las ordenadas y la duración (mseg) en las abscisas. Su curva debe verse aproximadamente como la Fig. 6. La intensidad mínima que provoca una respuesta de duración infinita se llama reobase. Chronaxie (reobase 2X) es una medida de la excitabilidad del tejido nervioso. Cuanto menor sea su valor, más excitable será el nervio. Estos conceptos han perdido parte de la importancia que alguna vez tuvieron para comprender la función nerviosa, pero la cronaxia sigue siendo útil para comparar la excitabilidad de los tejidos nerviosos y musculares. Las curvas de fuerza-duración también se han utilizado experimentalmente para seguir el curso de la regeneración nerviosa y muscular.

          Análisis e informe: se desarrollará en otro folleto.

          Registre y tabule los valores de umbral, voltaje para respuesta máxima, velocidad de conducción. Estime la velocidad de conducción y el diámetro de la fibra para diferentes grupos de fibras. Compare los AP compuestos y unicelulares y las ondas mono y bifásicas. Incluya sus grabaciones digitales de los puntos de acceso observados, con el tiempo y las escalas verticales identificadas.

          Grafique la respuesta (altura del pico o mV) frente a la intensidad del estímulo en la parte 1. Grafique la intensidad del estímulo en el umbral o una respuesta fija frente a la duración y determine la cronaxia y la constante de tiempo, si obtuvo esos datos en el experimento de curva SD opcional.

          En su informe, analice las características principales de los potenciales de acción nerviosos, incluida la base iónica de la onda AP y su propagación. Explique cómo varía la velocidad de conducción en diferentes animales [ver Prosser 1973 Schmidt-Nielsen 1978 Bullock, Orkand y Grinnell 1978, todos en el laboratorio].

          Referencias [Busque otras referencias más recientes haciendo búsquedas por su cuenta: Medline, Medscape, Infotrack (del sitio PhysioLink)]

          Aidley, D.J. 1991. La fisiología de las células excitables. 3ª ed. Univ. Prensa, Cambridge.

          Baker, P.F. 1966. El axón del nervio. Sci. Soy. 214: 74-82.

          Cragg, B.G. y P.K. Thomas. 1957. Las relaciones entre la velocidad de conducción y el diámetro y la longitud internodal de las fibras nerviosas periféricas. J. Physiol. 136: 606-614.

          Erlanger, J. y H.S. Gasser. 1930. El potencial de acción en fibras de conducción lenta en raíces espinales y nervios somáticos. Soy. J. Physiol. 92: 43-82.

          Erlanger, J. y H.S. Gasser. 1968. Signos eléctricos de actividad nerviosa. 2ª ed. Univ. Prensa de Pennsylvania, Filadelfia.

          Erlanger, J., H.S. Gasser y G.H. Obispo. 1924. La naturaleza compuesta de la corriente de acción del nervio según lo revelado por el oscilógrafo de rayos catódicos. Soy. J. Physiol. 70: 624-666.

          Hill, A.V. 1936. La relación fuerza-duración para la excitación eléctrica del nervio medulado. Proc. Roy. Soc. B. 119: 440-453.

          Oakley, B. y R. Schafer. 1978. Neurobiología experimental: manual de laboratorio. Univ. Prensa de Michigan, Ann Arbor.


          REFERENCIA DE PACIENTES PARA ESTUDIOS DE CONDUCCIÓN NERVIOSA

          Los NCS proporcionan datos sobre la función del sistema nervioso periférico (SNP) que pueden utilizarse para proporcionar:

          descripción del estado de la enfermedad (patofisiología antigua / nueva dinámica / estática)

          seguimiento longitudinal de la enfermedad con múltiples estudios

          asesoramiento sobre pronóstico y manejo basado en los resultados de las pruebas y la enfermedad detectada.

          Los estudios de conducción nerviosa pueden ser útiles para el diagnóstico en pacientes con sospecha de tener casi cualquier trastorno del SNP, incluidos los trastornos de las raíces nerviosas, los nervios periféricos, los músculos y la unión neuromuscular. También se pueden evaluar los nervios craneales y la función de la médula espinal. Las indicaciones clínicas específicas se discuten en otra parte.

          Al derivar pacientes, es útil pensar en las preguntas específicas que desea que se respondan con el PNE. En casos difíciles, es útil discutir la derivación (que debe contener toda la información clínica relevante) con el CN. El PNE es una extensión de la historia clínica y el examen y los CN tomarán un historial y realizarán el examen neurológico relevante, pero se basarán en la información de referencia para guiarlos. En condiciones sencillas, pueden seguir un protocolo estándar inicial de pruebas, pero el investigador estará listo para modificar o agregar estas pruebas sobre la base de los hallazgos iniciales. Esto enfatiza que cuando los NCS son realizados por personal técnico, el CN ​​debe supervisar de cerca y estar disponible para realizar otras pruebas apropiadas. Es innecesario (ya veces insultante) especificar pruebas en la derivación siempre que la pregunta clínica que se hace sea clara. Por ejemplo, en un paciente con sospecha de síndrome del túnel carpiano derecho no es necesario preguntar por “NCS del nervio mediano derecho”. (El CN inteligente estudiará ambos nervios medianos de todos modos, ya que esta afección suele ser bilateral).

          Fisiología básica de nervios y músculos

          El médico remitente solo necesita un conocimiento mínimo de fisiología básica y aplicada para comprender los resultados de la prueba, pero todos los informes de PNE deben redactarse en términos que no asuman conocimientos especializados. En el recuadro 2 se muestra un conjunto de conocimientos mínimos para comprender los principios de las técnicas, con enlaces a más detalles.

          Recuadro 2: Conocimientos fisiológicos básicos mínimos para comprender los estudios de conducción nerviosa.

          Potencial de membrana: génesis efectos umbral efecto de la desnervación del daño de la membrana

          Axón único: factores de conducción saltatorios y no saltatorios que determinan la velocidad de conducción: diámetro, mielinización, distancia entre nudos

          Composición del nervio completo: tamaño de la estructura fascicular y distribución de la velocidad de conducción modalidades aferentes y eferentes y su contribución relativa

          Transmisión neuromuscular: Función de la terminal nerviosa Producción, almacenamiento y liberación del transmisor Estructura y función de la membrana postsináptica Dinámica del receptor Potenciales de la placa terminal Potenciales de acción muscular propagados

          Estimulación eléctrica / magnética externa: despolarización local propagación bidireccional una vez despolarizada efectos de la piel y del tejido subcutáneo impedancia efecto inductivo eléctrico del campo magnético aplicado el umbral de estimulación depende de: propiedades de la membrana (acomodación), ubicación de las fibras nerviosas y tamaño con respecto al estimulador

          Función muscular: excitación contracción acoplamiento tipos de fibras musculares y función fatiga

          Para obtener una excelente herramienta interactiva de educación fisiológica, consulte el Neurolab de Richard Carpenter en http://www.cudos.ac.uk/web/copyright.htm.

          Los principios de los estudios de conducción nerviosa

          Los NCS implican la aplicación de pulsos eléctricos de onda cuadrada despolarizantes a la piel sobre un nervio periférico que produce: (1) un potencial de acción nervioso propagado (NAP) registrado en un punto distante sobre el mismo nervio: y (2) un potencial de acción muscular compuesto (CMAP) que surge de la activación de fibras musculares en un músculo objetivo inervado por el nervio. En ambos casos, estos pueden registrarse con electrodos de superficie o de aguja.

          Los electrodos de superficie están diseñados para proporcionar información sobre la totalidad de un músculo estimulado, proporcionando datos sobre el tiempo que tardan los axones más rápidos en conducir un impulso al músculo y el tamaño de la respuesta.

          Los electrodos de aguja para NCS brindan información muy precisa sobre el tiempo de conducción, pero debido a que registran solo un área pequeña del músculo o nervio, brindan información deficiente o, en el caso de este último, más compleja, lo que dificulta el análisis numérico. Sin embargo, los registros con aguja son más apropiados cuando se ha producido un desgaste muscular severo o cuando la profundidad de un músculo en estudio hace imposible un registro de superficie.

          Los nervios se pueden estimular a través de la piel con estimuladores de superficie o mediante una aguja colocada cerca de un nervio o una raíz nerviosa. La estimulación de la raíz espinal y la cortical cerebral también se puede llevar a cabo mediante la estimulación magnética transcutánea (EMT) que se trata en otra parte de este número. Por tanto, se puede evaluar la longitud total de la vía motora desde la corteza hasta la médula, la raíz, la unión neuromuscular y el aparato contráctil. La elección de los puntos de estimulación depende tanto del deseo de “colocar entre paréntesis” por encima y por debajo del punto de una lesión focal propuesta como de la disponibilidad anatómica de la estructura adecuada.

          El objetivo de la NCS

          Nuestro conocimiento mínimo establecido anteriormente nos ha demostrado que los nervios periféricos contienen muchas fibras nerviosas de diferentes diámetros, grados de mielinización y conexiones aferentes o eferentes. El NCS estudia el 20% más rápido de estas fibras y el objetivo de la investigación es documentar anomalías focales o continuas en la longitud del nervio mixto, motor o sensorial. Se presta especial atención a las siguientes preguntas a medida que avanza la prueba:

          ¿Es normal la velocidad de conducción más rápida?

          ¿Es normal el gradiente de velocidad? Normalmente, los nervios más cercanos al neuroeje y más cefálica conducen más rápido que los nervios más distales y caudales.

          ¿Es el CMAP de tamaño y forma normales?

          ¿El CMAP cambia de tamaño, forma o duración entre los puntos de estimulación?

          - dar evidencia de dispersión temporal (ver términos, recuadro 2).

          - dar evidencia de bloqueo de conducción (ver términos, recuadro 2).

          Valores normales para NCS

          Los valores “normales” emparejados por edad para los parámetros de NCS se derivan de estudios de grupos de sujetos neurológicamente normales o se extraen de la bibliografía. Lamentablemente, en opinión de los autores, las estadísticas utilizadas con mayor frecuencia son límites del 95% o, con menor frecuencia, límites de confianza del 99% de un grupo normal para indicar la anomalía de un solo parámetro.

          Este enfoque puede inducir a error, ya que una separación cruda entre "normal" y "anormal" diluye la información, mientras que una puntuación Z, por ejemplo, que indica la separación entre un valor único y la media del grupo expresada en SD, puede ser más informativa. Alternativamente, (a) una serie de parámetros electrofisiológicos pueden tomarse juntos como un "índice" o "puntuación", o (b) el neurofisiólogo evalúa una serie de parámetros juntos para emitir un juicio sobre si una anomalía numérica clínicamente relevante debe ser enfatizado en la interpretación del informe o no.

          Hay una serie de parámetros físicos que requieren corrección o tolerancia. El más importante es la temperatura. La velocidad de conducción nerviosa motora más rápida (FMNCV) se reduce en aproximadamente 1 m / s por cada ° C de caída de temperatura. Convencionalmente, los estudios se realizan lo más cerca posible de una temperatura registrada en la superficie de 34 ° C. Si eso no se logra mediante el calentamiento adecuado de la extremidad, rara vez se debe aplicar una corrección de temperatura. Algunas medidas de conducción requieren corrección por longitud o altura de la extremidad. Finalmente, los datos de conducción nerviosa cambian con la edad. La conducción motora se ralentiza entre 0,4 y 1,7 m / s por década después de 20 años y la sensorial entre 2 y 4 m / s.


          RESULTADOS

          Dado que se ha demostrado que la infusión de ouabaína en el nicho de la ventana redonda provoca una pérdida masiva de ANF 6 días después de su aplicación (Schmiedt et al.2002), decidimos sondear la fisiología y morfología coclear 6 días después de la perilinfa artificial (PA). que contiene dosis crecientes de ouabaína.

          Ouabain altera selectivamente la CAP del nervio auditivo.

          Debido a que la ouabaína inhibe el transportador Na + -K + -ATPasa expresado en los fibrocitos de la estría vascular (Kanoh et al. 2001), medimos la EP en el giro basal coclear para sondear el estado funcional de la estría vascular. El tiempo de supervivencia de 6 días resultó en EP normal en AP de control y en cócleas tratadas con 100 μM [EP = 75.7 ± 0.7 (norte = 3) frente a 74,9 ± 0,6 mV (norte = 3), respectivamente]. Además, de acuerdo con la falta de expresión del transportador de Na + -K + -ATPasa en las OHC (Kanoh et al. 2001), 10 a 100 μM de ouabaína no afectaron las amplitudes de DPOAE (Fig.1A).

          Figura 1.Ouabain afecta el potencial de acción compuesto (CAP) del nervio auditivo. A: efectos sobre las otoemisiones acústicas de productos de distorsión (DPOAEs) en la cóclea 6 días después de la intoxicación por ouabaína. Tenga en cuenta que a concentraciones de hasta 100 μM, la ouabaína no afectó las amplitudes de DPOAE (norte = 7 por dosis). Recuadro: ejemplo de grabación DPOAE. B: efectos de la ouabaína en los audiogramas de CAP. Se obtuvieron los audiogramas medios 6 días después de la infusión de ouabaína en el nicho de la ventana redonda (norte = 7 por dosis). Tenga en cuenta que solo 80 y 100 μM de ouabaína indujeron elevaciones del umbral (cambio medio del umbral: 22,9 ± 2,1 y 40,8 ± 2,7 dB, respectivamente PAG & lt 0,001). Recuadro: ejemplo de grabación CAP. C – F: CAP funciona de amplitud-intensidad en respuesta a ráfagas de tono de 2, 4, 8 y 16 kHz, respectivamente.Las flechas horizontales y verticales indican, respectivamente, el cambio de umbral de CAP y la reducción de amplitud en porcentaje [para una explosión de tono de nivel de presión sonora (SPL) de 100 dB] para dosis crecientes de ouabaína. Todos los datos son medias ± SE.

          Luego probamos la activación sincrónica de los ANF a través de mediciones de CAP. Mientras que la ouabaína de 10 a 66 μM no indujo un cambio significativo en los umbrales de CAP, 80 y 100 μM llevaron a un cambio de umbral claro de hasta 40 dB en todas las frecuencias (es decir, cambio de umbral medio: 22,9 ± 2,1 y 40,8 ± 2,7 dB para 80 y 100 μM, respectivamente Fig.1B). La amplitud de CAP se representó gráficamente en función del nivel de presión sonora (Fig.1, C – F). La infusión de AP sola o que contiene 10 a 33 μM de ouabaína no cambió la relación de amplitud-intensidad de CAP (Fig.1, C – F). Por el contrario, la ouabaína 66 μM redujo la amplitud de CAP sin alterar el umbral auditivo (Fig.1, C – F). El aumento de la dosis de ouabaína a 80 y 100 μM condujo a una mayor disminución de la amplitud de la PAC y a la elevación del umbral (Fig.1, C – F). Además de ser dependientes de la dosis, los cambios de amplitud y umbral de CAP también dependían de la frecuencia. A excepción de 32 kHz, la ouabaína dio lugar a cambios de umbral más grandes a alta frecuencia (50 dB a 16 kHz frente a 25 dB a 2 kHz después de 100 μM de ouabaína, respectivamente). Esto también fue cierto para la amplitud, con una disminución del 92,1 frente al 79,3% para 16 y 2 kHz, respectivamente (Fig.1, C – F).

          Sensibilidad diferencial de los ANF a la ouabaína.

          Al final de la evaluación funcional, procesamos las cócleas para el examen morfológico. Aunque el órgano de Corti parecía normal después de una intoxicación con ouabaína 100 μM, detectamos una pérdida masiva de neuritas aferentes y sinapsis (Fig.2, A – F) en comparación con las cócleas de control AP (Fig.2, G – L). Utilizando imágenes confocales 3D, cuantificamos las sinapsis ancladas con cinta IHC (Fig.3, A y B) utilizando yuxtaposición del organelo de la cinta presináptica junto a la densidad postsináptica (Fig.3A). Ouabain indujo una mayor reducción en el número de densidades postsinápticas que en el número de cintas presinápticas (Fig.3, A y B). El trazado de la pérdida de sinapsis frente a la dosis de ouabaína reveló una curva dosis-respuesta sigmoidea (Fig.3C) con un DE50 de 75, 71, 64 y 56 μM para 2, 4, 8 y 16 kHz, respectivamente. Inesperadamente, la ouabaína 33 μM, que no afectó a la CAP, indujo una pérdida de sinapsis de ~ 20% en la región de 16 kHz.

          Figura 2.Ouabain destruye selectivamente las neuronas auditivas aferentes. Fotónico (A, B, GRAMO, H) y microscopía electrónica de transmisión (C – F, ILLINOIS) de secciones radiales en la región de 16 kHz. En ouabain (A) - y cócleas infundidas con perilinfa (GRAMO), el órgano de Corti (OC) y la estría vascular (SV) tienen un aspecto normal. En el ganglio espiral (SG sombreado en rojo) de las muestras tratadas con ouabaína (norte = 2), la mayoría de las neuronas están ausentes (A y B), y se pueden ver muy pocas fibras nerviosas (rojas) en la lámina espiral (SL A y C). Nota en B las células gliales restantes (flechas) en el SG. C: aumento del SL en la región de la habenula perforata (hp cuadrado recuadro en A). Se ven dos fibras nerviosas no mielinizadas (flechas). En las cócleas infundidas con perilinfa (norte = 2), todos los somas de neuronas (rojo) están presentes (GRAMO y H) y el SL (I y cuadrado recuadro en GRAMO) contiene fibras nerviosas mielinizadas densamente empaquetadas (nf). En ouabain (D) - y cócleas infundidas con perilinfa (J), las células ciliadas internas (IHC) tienen una apariencia saludable con forma típica, contenido citoplásmico normal, núcleo bien posicionado (n) y estereocilios erectos (flechas). Después de la infusión de ouabaína (D), el haz espiral interno (isb) solo contiene algunas fibras nerviosas. mi: fibras eferentes (e azul) y aferentes (un rojo) están presentes debajo de la IHC, pero no se reconocieron sinapsis aferentes en la célula pilosa. F: una sinapsis axodendrítica entre un eferente y un aferente. Obsérvese las espículas presinápticas (flechas) en el eferente y la densidad de la membrana postsináptica en el aferente. J: en muestras con infusión de perilinfa, numerosas fibras nerviosas están presentes en el haz espiral interno debajo del polo basal de la IHC. K: dendritas aferentes bien reconocibles (una roja) hacen sinapsis con el polo basal de una IHC. Observe las cintas presinápticas (puntas de flecha) que miran a los terminales aferentes. Una fibra eferente (e azul) contacta con una terminación aferente. L: sinapsis aferente típica con una cinta sináptica (punta de flecha) en el IHC y una densidad postsináptica (flechas) en la terminación aferente (un rojo). Barras de escala: A, G = 50 micras B – D, H – J = 10 μm E, F, K = 1 μm L = 0,5 μm.


          Fig. 3.Cuantificación de la pérdida de sinapsis en cinta inducida por ouabaína. A: microscopía confocal de CtBP2 inmunomarcada (verde) y GluA2 (rojo) de la región de codificación de 16 kHz. Las imágenes muestran la reducción inmunomarcada de CtBP2 solamente (cima), Solo GluA2 (medio), y CtBP2 × GluA2 yuxtapuestos (fondo) con dosis crecientes de ouabaína (0, 66 y 100 μM norte indica núcleos IHC). Las vistas tridimensionales (3D) muestran aumento y z-proyección del cuadrado blanco que se muestra arriba (5 × 5 × 5 μm 3). B: análisis cuantitativo de CtBP2, GluA2 y CtBP2 × GluA2 yuxtapuestos (norte = 5 por dosis). La reducción de los grupos postsinápticos de GluA2 coincide con la reducción de las cintas ancladas a la sinapsis en la cóclea envenenada con ouabaína. Tenga en cuenta que el 50% de las cintas todavía están presentes en cócleas infundidas con ouabaína 100 μM. C: dependencia tonotópica de la pérdida de sinapsis en respuesta a la ouabaína. Los recuentos de sinapsis se realizaron después de la investigación electrofisiológica (norte = 5 por dosis). La línea punteada representa la DE50 valor calculado a partir del ajuste sigmoide (r 2 & GT 0,92). Todos los datos son medias ± SE. *PAG & lt 0.01, prueba de Mann-Whitney-Wilcoxon.

          Para determinar el número de sinapsis requeridas para provocar una CAP, graficamos el umbral y la amplitud de CAP frente a la pérdida de sinapsis normalizada (Fig.4, A y B). De hecho, se encontraron fuertes relaciones no lineales entre los índices CAP (umbral y amplitud) y la pérdida de sinapsis. La pérdida crítica de sinapsis por encima de la cual aumentó el umbral de CAP fue 24,2, 38,3, 52,9 y 65,8% a 2, 4, 8 y 16 kHz, respectivamente (Fig.4A). La pérdida crítica de sinapsis por encima de la cual disminuyó la amplitud de CAP evocada por ráfagas de tono SPL de 80 dB fue de 4.5, 5.7, 16.1 y 22.6% a 2, 4, 8 y 16 kHz, respectivamente (Fig.4B). Superponiendo los ajustes de curvas no lineales (Fig.4C), pudimos distinguir tres grupos de ANF: 1) un grupo con alta sensibilidad a la ouabaína (≤33 μM), que no contribuye a la amplitud y al umbral de la CAP, 2) un grupo intermedio (medio) sensible a la ouabaína (33-66 μM), que solo codificaba la amplitud de CAP, y 3) un grupo con baja sensibilidad a la ouabaína (≥66 μM), que dictaba la amplitud y el umbral de CAP.

          Figura 4.Mapeo de las fibras del nervio auditivo (ANF). A y B: Cambio de umbral de CAP (A) y amplitud CAP (B) evocado por una ráfaga de tono SPL de 80 dB en función de la pérdida de sinapsis a 2, 4, 8 y 16 kHz (norte = 5 por dosis). Los datos se ajustaron mediante modelos lineales por partes (r 2, coeficiente de determinación). Los triángulos rellenos de negro y rojo indican un punto de ruptura X-valor como proxy de la sensibilidad a la ouabaína. Las barras de error vertical y horizontal corresponden a medias ± SE. C: la superposición de modelos de ajuste mostrados en A y B delimita 3 grupos de ANF sobre la base de su sensibilidad a la ouabaína (SG): fibras de SG alta (≤33 μM), SG media (33-66 μM) y de SG baja (≥66 μM). Las líneas de trazos verticales muestran las delimitaciones entre las diferentes piscinas. Los porcentajes indican la proporción de fibras por grupo basado en OS.

          La mayor vulnerabilidad del umbral y la amplitud de CAP a la ouabaína en la región de alta frecuencia podría explicarse por el sitio de aplicación del fármaco (es decir, giro basal coclear), lo que lleva a una mayor concentración de ouabaína en el giro basal. En este escenario, la ouabaína afectaría preferentemente a todos los ANF de la región basal. Alternativamente, la ouabaína podría destruir preferentemente distintas fracciones de ANF (debido a su sensibilidad al fármaco) independientemente de su ubicación a lo largo del eje tonotópico. Para discriminar entre estas dos hipótesis, registramos unidades individuales del nervio auditivo. En el control de la cóclea AP (Fig.5, A y B), la distribución de los ANF sensibles a la ouabaína (OS) refleja fielmente la distribución tonotópica de los ANF según su tasa espontánea, es decir, fibras de SR baja, media y alta (Fig.5C). De hecho, las gráficas de distribución basadas en SO contra la distribución basada en SR muestran una relación lineal (Fig.5D). En este marco, el grupo que es muy sensible a la ouabaína corresponde a los ANF de baja SR, mientras que los grupos con sensibilidad intermedia y baja a la ouabaína corresponden a los ANF de SR media y alta, respectivamente. Si esto fuera cierto, la infusión de ouabaína a baja concentración (33 μM) debería provocar la pérdida selectiva de ANF de baja SR a lo largo del eje tonotópico, dejando los ANF de SR media y alta en gran medida sin afectar. En consecuencia, los registros de una sola unidad demostraron una reducción masiva de fibras de baja SR después de la infusión de ouabaína 33 μM (Fig.5mi). Cuando calculamos la proporción de fibras de baja, media y alta SR por banda de octava centrada en 2, 4, 8 y 16 kHz, la proporción de fibras de baja SR sobre las fibras restantes se redujo, mientras que la proporción de alta - y medio-SR fue mayor que en los controles (Fig.5, B y F). Para comprobar que la mayor proporción de fibras de RS alta y media no se debió a un cambio fenotípico de los ANF restantes, normalizamos la distribución de fibras al recuento sináptico de control de la inmunotinción, es decir, teniendo en cuenta la pérdida sináptica a 33 μM . Al hacerlo, observamos claramente que la ouabaína destruye selectivamente las fibras de baja SR, mientras que la proporción de conjuntos de fibras de media y alta SR permanece sin cambios (Fig.5GRAMO). Debido a que las fibras de baja SR son más abundantes en la región basal de la cóclea del jerbo (Fig.5, A y B), graficamos la distribución acumulada de FC de la fibra desde la base hasta el ápice en cócleas de control y tratadas con ouabaína (Fig.5H). No se encontraron diferencias significativas entre el control y las distribuciones acumuladas de ouabaína (Fig.5H), excluyendo un gradiente de degeneración de base a vértice. Por el contrario, se observó una clara diferencia cuando comparamos las distribuciones de fibras de baja a alta SR (Fig.5I). En conjunto, estos resultados demuestran que los grupos de ANF se distribuyen de manera diferente a lo largo del eje coclear y que las fibras de baja SR tienen una mayor vulnerabilidad a la ouabaína que las fibras de media y alta SR.

          Figura 5.Grabaciones de una sola fibra después de 33 μM de ouabaína. A: tasa espontánea (SR) de fibra en función de la frecuencia característica (CF) de fibra en jerbos de control (4 mazorcas, 395 ANF). Las líneas discontinuas horizontales delimitan grupos de fibra de SR bajo (& lt0.5 picos / s verde), SR medio (0,5-18 picos / s azul) y grupos de fibra de alto SR (& gt18 picos / s rojo). Las líneas punteadas verticales demarcan bandas de octavas centradas en 2, 4, 8 y 16 kHz. B: Distribución de fibras basada en SR por banda de octava calculada a partir de A. C: Distribución basada en OS de fibras por banda de octava en animales de control derivada de registros CAP (ver Fig.4C). D: correlación entre distribuciones basadas en SO y SR. El diagrama de dispersión (12 símbolos) corresponde a los datos emparejados que se muestran en B y C a 2, 4, 8 y 16 kHz (SO alto con SR bajo, SO medio con SR medio y SO bajo con fibras de SR alto). Una relación lineal muy significativa (y = X) se encontró (coeficiente de correlación r = 0.92 PAG & lt 0,001, prueba de coeficiente de correlación). mi: SR de la fibra en función de la FC de la fibra en cócleas envenenadas con ouabaína 33 μM (5 mazorcas, 424 ANF). F: Distribución de fibras basada en SR por banda de octava calculada a partir de mi. GRAMO: Distribución basada en SR de fibras por banda de octava normalizada con nuestro recuento de sinapsis como se muestra en la Fig.3C. Las barras abiertas representan la pérdida de sinapsis. H y I: distribuciones acumulativas de fibras en función de CF (H: de la base al ápice) y SR (I: de SR bajo y alto) en control (rastros negros) y cócleas envenenadas con ouabaína (rastros rojos). Las distribuciones acumuladas se calcularon utilizando agrupaciones logarítmicas, 20 agrupaciones por década. En H, no se encontró ninguna diferencia de base a vértice entre las distribuciones de control y ouabaína (PAG & gt 0.5, prueba de Kolmogorov-Smirnov de 2 muestras), mientras que en I, se encontró que una diferencia significativa se originaba a partir de la eliminación masiva de fibras de baja SR (PAG & lt 0,0001). En I, la proporción de fibras de baja SR fue del 14% en el control (negro) y del 2% en las cócleas envenenadas con ouabaína (rojo).

          Contribución de los fondos de ANF a la PAC.

          Además de demostrar una mayor sensibilidad a la ouabaína de las fibras de baja SR, nuestros resultados plantean la pregunta de por qué las fibras de baja SR no contribuyen al CAP. Esto es particularmente obvio en la región de 16 kHz de la cóclea, donde 33 μM indujeron una pérdida de ANF del 20% sin ningún efecto sobre la amplitud y el umbral de CAP (Fig.4C). Para investigar la contribución de los ANF a la CAP, registramos simultáneamente el potencial de acción de una sola unidad y la CAP del nervio auditivo en la CF de la fibra en jerbos de control (Fig.6, C.A). Cuando se mide desde el inicio de la ráfaga de tono, la primera latencia de pico (FSL) fue paralela a N1-Latencia CAP (Fig.7A). Tenga en cuenta que N1-La latencia de la CAP fue siempre más corta que la de la FSL (Fig.7A). Esto concuerda con el estudio de Wang (1979), en el que la N1 La latencia del potencial de acción unitario registrado en la ventana redonda fue más corta que la latencia de pico medida en el pico (como se hizo en el presente estudio).

          Figura 6.Contribución de las fibras individuales a la PAC. A y B: GORRA (A) y potenciales de acción de una sola fibra del nervio auditivo del jerbo (B) se registraron simultáneamente y se trazaron juntos para fibras de SR bajo (verde), SR medio (azul) y SR alto (rojo). Las líneas punteadas verticales muestran el CAP N1 latencia. La estimulación fue una ráfaga de tono presentada a la frecuencia característica (CF) de la fibra (subida / bajada de 1 ms, duración de 10 ms, 11 ráfagas / s, 500 presentaciones, 80 dB SPL y polaridad alterna). B muestra el análisis de la latencia del primer pico (FSL). Gráficos ráster de puntos (fondo) se diseñaron de la siguiente manera: para cada presentación de ráfaga de tono, los puntos pequeños indican los tiempos de pico, y el tiempo del primer pico evocado por el sonido se resalta con un punto grande. Los histogramas de FSL (cima) derivadas de trazados de trama de puntos se calcularon utilizando un ancho de contenedor de 100 μs. Tenga en cuenta que el disparo de la fibra de baja SR se retrasó (de N1) y menos sincronizado que el de las fibras de SR media y alta. C: análisis de la respuesta unitaria. Cima, histogramas de tiempo periestímulo (PSTH) derivados de los diagramas de trama de puntos que se muestran arriba (ancho de intervalo: 20 μs). Recuadro: onda sinusoidal amortiguada que representa la forma de onda extracelular del potencial de acción de Prijs (1986). Fondo, simulación del potencial de acción unitario (UAP) convolucionando PSTH y forma de onda extracelular según lo propuesto por Goldstein y Kiang (1958). D y mi: cuantificación de los datos mostrados en A y B (norte = 106 ANF). En D, a izquierda es N1-a-FSL en función de la SR de la fibra y en Derecha es la cuantificación por grupo basado en SR. En mi, a izquierda es la fluctuación de FSL en función de la SR de la fibra y en Derecha es la cuantificación. F y GRAMO: cuantificación de los datos mostrados en A y C. En F, a izquierda es el intervalo CAP-a-UAP (de N1 a N1) en función de la SR de la fibra y en Derecha es la cuantificación por grupo basado en SR. En GRAMO, a izquierda es la amplitud UAP (de N1 cima1) en función de la SR de la fibra y en Derecha es la cuantificación. Analiza en D – G se llevaron a cabo a partir de los mismos datos (norte = 106 ANF). Las líneas punteadas verticales delimitan las piscinas de fibra de baja, media y alta SR. Las líneas oblicuas son modelos adecuados: en D, y (en ms) = 0,58 - 0,14 log (SR) en mi, y (en ms) = 0,82 - 0,19 log (SR) en F, y (en ms) = 0,72 - 0,17 log (SR) y en GRAMO, y (en nV) = 22,1 + 7,8 log (SR), con SR en picos / s. **PAG & lt 0.01 ***PAG & lt 0,001, prueba de análisis de varianza de 1 vía y procedimiento de comparación múltiple post hoc.


          Figura 7.FSL en función de CF. A: FSL de baja SR (verde norte = 30), medio-SR (azul norte = 22) y fibras de alta SR (rojo norte = 54) en jerbos con audición normal (FC de fibra & gt2 kHz). FSL se evaluó en respuesta a la ráfaga de tono (80 dB SPL, subida / bajada de 1 ms, duración de 10 ms, 11 ráfagas / s, 500 presentaciones, polaridad alterna y frecuencia de la sonda en el CF de la fibra). Los símbolos negros muestran la N1 latencia de la CAP registrada simultáneamente para cada fibra (valores medios ± SE agrupados por banda de media octava). Tenga en cuenta la reducción paralela de latencias de baja a alta CF debido al retraso de la onda viajera. B: N1Intervalo de -a-FSL en función de la FC de la fibra. C: Fluctuación de FSL (es decir, desviación estándar) en función de la FC de la fibra. N.S., no significativo (PAG & gt 0.1, análisis de varianza de 1 vía calculado en valores agrupados por banda de octava).

          Según el retraso de la onda viajera, tanto N1-La latencia de CAP y FSL disminuyeron a medida que aumentaba la frecuencia de la sonda (Fig.7A). Para superar el retraso de la onda viajera, expresamos el N1intervalo -a-FSL en función de la FC de la fibra, y no se encontró correlación (Fig.7B). La fluctuación de FSL también fue independiente de la FC de la fibra (Fig.7C). Cuando se expresa en función de la SR de la fibra, N1-a-FSL y la fluctuación de FSL disminuyeron significativamente a medida que aumentaba la SR (Fig.6, D y mi). En respuesta a ráfagas de tono SPL de 80 dB, N1El intervalo -a-FSL fue respectivamente 360 ​​± 30 y 665 ± 49 μs para fibras de alta y baja SR, con una fluctuación de 545 ± 38 frente a 967 ± 92 μs. Para examinar más a fondo la participación de fibras de SR baja, media y alta en la CAP, evaluamos la contribución del potencial de acción unitario en la ventana redonda con el modelo de convolución de Goldstein y Kiang (1958) utilizando PSTH de la fibra y forma de onda extracelular del potencial de acción (Fig.6C). En comparación con la respuesta de las fibras de alta SR (Fig.6, F y GRAMO), la respuesta unitaria de las fibras de baja SR se retrasó (465 ± 32 vs.848 ± 93 μs para fibras de alta y baja SR, respectivamente) y la amplitud fue menor (35,4 ± 1,5 frente a 17,4 ± 1,6 nV para fibras de alta y baja SR, respectivamente). Como era de esperar, el alto grado de sincronización de las fibras de alta SR respalda su importante contribución al CAP registrado en la ventana redonda. Por el contrario, el retardo y la pequeña amplitud de la respuesta unitaria en la ventana redonda, junto con la amplia distribución de FSL de las fibras de baja SR, hace que estas fibras no se disparen en sincronía y, por lo tanto, contribuyen poco a la amplitud de CAP.

          Modelización de la contribución de ANF a la respuesta de la PAC.

          Para investigar más a fondo si las diferencias de precisión temporal de submilisegundos en la latencia y la fluctuación de FSL en fibras de baja y alta SR son suficientes para explicar la mala contribución de las fibras de baja SR a la CAP, utilizamos un modelo computacional de cóclea. Para crear un modelo realista, optamos por simular la cóclea de cobaya porque sus propiedades biofísicas están bien documentadas (Meddis 2006 Sumner et al. 2002, 2003). Por lo tanto, simulamos un gran número de ANF y la respuesta de CAP resultante de su actividad utilizando el modelo computacional de Meddis (2006), en el que integramos 1) el mapa de frecuencia del lugar coclear, 2) el número de ANF por IHC a lo largo del eje tonotópico, y 3) la proporción de fibras de baja, media y alta SR por IHC.

          En este modelo, consideramos 52 IHC muestreados cada sexto de octava a lo largo de la membrana basilar de 0,14 a 50 kHz. Esta distribución cubrió el 97,7% de la longitud de la membrana basilar desde el 1% (ápice) hasta el 98,7% (base) en incrementos del 1,9% (Tsuji y Liberman 1997). Sobre la base de nuestro recuento de sinapsis en el conejillo de indias, encontramos una relación cuadrática entre el número de sinapsis (norte) y la posición a lo largo de la membrana basilar (X, en porcentaje desde el ápice) de modo que norte = −0.00291X 2 + 0.339X + 8.28, donde X = 33,6 + 38,2 log (F), con F la frecuencia de codificación (en kHz). Por tanto, las IHC estaban conectadas por 18 ANF por IHC en la región de 2 a 12 kHz, 13 ANF por IHC en la región basal y 9 ANF por IHC en la región apical de la cóclea, respectivamente. Ajustando τCalifornia, simulamos las fibras de SR bajo, medio y alto (es decir, 0,2, 4 y 30 picos / s, respectivamente). Para validar el modelo, registramos unidades individuales del nervio auditivo de cobaya. Los datos simulados replicaron muy bien nuestras grabaciones experimentales de una sola unidad del nervio auditivo de cobaya (Fig. 8). Tenga en cuenta que cualquiera que sea el nivel de estimulación (80 dB SPL o 30 dB por encima del umbral de fibra, Fig.8C), la fluctuación de fase FSL disminuyó a medida que aumentaba la SR de la fibra.

          Figura 8.FSL en datos unitarios experimentales y simulados. A y D: gráficos de trama de puntos para grabaciones in vivo de una sola unidad (A) y grabaciones de fibra simulada (D) del nervio auditivo de cobaya. Las 3 unidades individuales que se muestran en A se registraron en el mismo animal y tenían una FC cercana a 8 kHz (rango: 7,5 a 8,5 kHz). El CF y SR de las 3 fibras simuladas en D se ajustaron para adaptarse a las propiedades de la fibra in vivo de las A. Para cada repetición, el tiempo del primer pico se resalta con un punto grande y los puntos pequeños indican los tiempos de pico de las fibras de SR alto (rojo), SR medio (azul) y SR bajo (verde). Para mayor claridad, solo se muestran las primeras 200 de las 1000 repeticiones. B y mi: Histogramas FSL de fibras de SR alto (rojo), SR medio (azul) y SR bajo (verde) para experimentos (B) y datos simulados (mi). Recuadro en B es una ampliación temporal de los histogramas de FSL. C: Fluctuación FSL para fibras SR baja, media y alta en respuesta a la ráfaga de tono presentada a 80 dB SPL (izquierda) o 30 dB por encima del umbral de la fibra registrado in vivo (Derecha). La fibra CF osciló entre 1 y 32 kHz. Los valores en barras indican el número de fibras por grupo basado en SR. ***PAG & lt 0,0001, prueba de análisis de varianza de 1 vía. F: Fluctuación de FSL (es decir, desviación estándar) en función de SR para fibras simuladas (9 SR bajo, verde 20 medio-SR, azul 25 alto-SR, rojo). CF y SR se distribuyeron arbitrariamente de 0,25 a 40 kHz y de 0,2 a 80 picos / s, respectivamente. Las líneas punteadas verticales delimitan los 3 grupos de ANF.

          Sobre la base de este resultado, simulamos un conjunto de ANF (es decir, un neurograma) disparando de baja a alta CF y el CAP analítico en respuesta a la velocidad de la membrana basilar provocada por el aumento del nivel de sonido (Fig.9). La proporción de los tres grupos de ANF se determinó de acuerdo con la clasificación basada en SR de conejillo de indias (es decir, ∼10, ∼15 y ∼75% para fibras de SR baja, media y alta, respectivamente), que es homogénea a lo largo de el eje tonotópico (Tsuji y Liberman 1997). En total, incluimos 807 ANF que comprenden 89 fibras de SR bajo, 127 medio y 591 de alto SR y supusimos que cada evento de liberación provocó un potencial de acción (Rutherford et al.2012 Siegel 1992), excepto durante el período refractario (Meddis 2006 ).

          Figura 9.Simulación del disparo del nervio auditivo (neurograma). A: modelo computacional adaptado de Meddis (2006). Disparo evocado por sonido (neurograma, cima) y CAP (fondo) de 807 ANF distribuidos a lo largo del eje tonotópico de 0,14 a 50 kHz en respuesta a una ráfaga de tono de 8 kHz (subida / bajada de 1 ms, duración de 10 ms, 100 presentaciones por nivel, ancho de intervalo de 0,5 ms) con un nivel creciente de 20 a 100 dB SPL. La barra de escala de colores indica una tasa de disparo de 0 a 1000 picos / s. La línea punteada vertical indica el comienzo de la estimulación y la línea continua horizontal muestra la frecuencia de la sonda. Tenga en cuenta la actividad espontánea de los ANF fuera de la región de frecuencia de la sonda (moteado azul) y la inhibición postexcitante después de la estimulación sonora. B: velocidad de la membrana basilar (BM) a lo largo del eje tonotópico. La velocidad de la BM aumenta con el nivel del sonido. Tenga en cuenta la selectividad de frecuencia reducida con la intensidad creciente. C: ANF activados por sonido por IHC a lo largo del eje tonotópico. La línea discontinua gris muestra el cocleograma sináptico de cobaya. El criterio para ANF activado por sonido fue 10 picos / s por encima de SR.

          Luego probamos diferentes escenarios de pérdida de fibra. En primer lugar, simulamos una ablación progresiva de los ANF desde el giro basal hacia el giro apical independientemente de la RS (fig.10A). La CAP analítica provocada por ráfagas de tono de 8 kHz mostró una reducción abrupta de la amplitud por encima del 20% de pérdida de ANF (Fig.10B), un cambio drástico del umbral de hasta un 30% de pérdida de fibra concomitante con una rápida N1 aumento de la latencia (es decir, cuando la extensión de la pérdida neuronal se acerca al lugar de la sonda de frecuencia, Fig.10C) y sin CAP por encima del 50% de pérdida de fibra. En segundo lugar, probamos si la ouabaína destruyó aleatoriamente los ANF independientemente de su RS (Fig.10D). El agotamiento aleatorio de los ANF hasta el 70% no afectó significativamente el umbral (desplazamiento & lt 10 dB), mientras que cualquier pérdida adicional de ANF provocó una elevación repentina del umbral con una progresión pronunciada (Fig.10mi). Mientras tanto, una reducción lineal de la PAC sin cambios en la N1 La latencia se observó con una pérdida arbitraria creciente de ANF (Fig.10, mi y F). En tercer lugar, investigamos la ablación progresiva de los ANF según su RS e independientemente de su localización coclear (fig.10GRAMO). El agotamiento de las fibras de baja SR (es decir, el 10% de todos los ANF) no afectó la amplitud o el umbral de CAP simulado (Fig.10H). La pérdida adicional del conjunto de fibras de SR medio (es decir, el 25% de todos los ANF) tuvo un impacto menor en la amplitud de CAP (reducción de ~ 10%) y dejó el umbral auditivo sin afectar (Fig.10H). Sin embargo, el agotamiento progresivo de las fibras de alta SR resultó en una reducción drástica de la amplitud de CAP. La ablación del 70% de los ANF (es decir, el 45% de fibras de alta SR) aumentó el cambio de umbral hasta 10 dB, y una pérdida adicional se asoció con un aumento aún más pronunciado del umbral (Fig.10H). En el último escenario, el N1-La latencia CAP permanece constante (Fig.10I) como se observa en nuestros datos experimentales de jerbo (no se muestra). Tenga en cuenta que el patrón de cambios en el umbral de CAP, la amplitud y la latencia que resulta de la ablación progresiva de ANF de baja a alta SR está en línea con el comportamiento de CAP en jerbo (Fig.4C) y apoya la falta de contribución de las fibras de baja SR al CAP.

          Figura 10.Simulación de diferentes escenarios de degeneración de ANF. Disparo de ANF (neurograma, cima) y respuesta CAP (fondo) se muestran en función de la pérdida de fibra en 3 escenarios de neurodegeneración: C.A, degeneración de la base al ápice (CF alta a baja), independiente de SR D – F, degeneración aleatoria, independiente de SR y CF SOLDADO AMERICANO, degeneración de fibras de baja a alta SR, independientemente de la CF. Se simularon neurogramas y CAP en respuesta a ráfagas de tono de 8 kHz (subida / bajada de 1 ms, duración de 10 ms, 80 dB SPL, 100 presentaciones). La línea negra horizontal en los neurogramas muestra la frecuencia de la sonda. La pérdida de fibra se indica como un porcentaje en cima de cada neurograma en A, D, y GRAMO. La barra de escala de colores indica una velocidad de disparo de 0 a 1000 picos / s (ancho del contenedor: 0,5 ms). B, C, mi, F, H, y I: efecto de la pérdida de fibra en incrementos de 1% en el cambio de umbral de CAP (izquierda y-eje y color negro en B, mi, y H), Amplitud CAP (derecho y-eje y color rojo en B, mi, H) y latencia CAP (C, F, I). En B y C, las líneas punteadas verticales indican la frecuencia de la sonda. En H, las líneas discontinuas verticales delimitan los conjuntos de fibras de SR bajo (∼10% verde), SR medio (∼15% azul) y SR alto (∼75% rojo) en el nervio auditivo de cobaya.


          Discusión

          Breve descripción

          En este estudio, examinamos los efectos de 30 s de pulsos de 960 kHz de EE. UU. En el axón de la motoneurona DE-3, una célula identificada de forma única en la sanguijuela medicinal. Los experimentos revelaron que el efecto principal de la ecografía, en estos parámetros, fue la supresión de la activación neuronal a través del bloqueo de la conducción del potencial de acción. Un beneficio de nuestro estudio fue que la variabilidad del tipo de respuesta (es decir, excitadora versus inhibitoria) se limitó a la misma neurona identificada, lo que nos permitió evitar resultados confusos derivados de cualquier acceso inconsistente al mismo tipo de neuronas o tipos similares en las sesiones de grabación, lo que ha sido problemático en otros estudios de mamíferos e invertebrados. Además, al eliminar químicamente las entradas sinápticas, pudimos determinar si los resultados inducidos por estímulos eran una función de las acciones directas sobre la motoneurona objetivo (Fig. 4).

          En contraste con el logro de la inhibición neuronal inducida por el calor tanto inducida por EE. UU. Como comparable por EE. UU., La excitación neuronal fue difícil de lograr y se consideró más dependiente de las entradas sinápticas que se vieron afectadas indirectamente, de acuerdo con estudios previos realizados en preparaciones cerebrales intactas de especies de mamíferos ( Guo et al., 2018 Sato et al., 2018).

          Soporte para un mecanismo térmico de acción estadounidense.

          Nuestros datos apoyan la idea de que los EE. UU. Modulan la actividad motoneuronal a través de un mecanismo predominantemente, si no completamente, térmico. Llegamos a esta conclusión de dos formas. Primero, no pudimos modular la actividad neuronal DE-3 de manera confiable en ausencia de calor (Fig. 5). En segundo lugar, realizamos experimentos adicionales con un láser de 50 mW y un dispositivo de alambre, que imitaba el calentamiento nervioso asociado a la ecografía, y descubrimos que podían imitar de forma fiable los efectos de la ecografía (Fig. 6). Los resultados de estudios anteriores que examinaron otros tipos de neuronas han llegado a conclusiones similares de que el componente de calor de los EE. UU. Impulsa las respuestas inhibitorias (Lele, 1963 Ueda et al., 1977 Darrow et al., 2019).

          Las aplicaciones cortas de EE. UU. (100 ms, 3,16 s), que no generaron un calentamiento significativo, no pudieron inhibir o evocar actividad. Además, después de reducir significativamente el calor asociado a EE. UU. De nuestras aplicaciones más largas (30 s) de 3.5 ° C a 0.3 ° C con un sustrato de placa menos aislante, la tasa de inhibición neuronal se redujo sustancialmente de 14/22 nervios a 5/20 nervios . Estas cinco grabaciones restantes pueden haber reflejado la variación natural en el disparo, ya que su tasa media de disparo en las pruebas inhibitorias no se correlacionó con los cambios de temperatura (R 2 = 0.11), en comparación con los paradigmas de EE. UU. De solo calor y calor más alto (R 2 = 0,82, 0,87 y 0,77, para calor más alto (EE. UU., Láser y cable, respectivamente).

          Es de destacar que observamos la menor cantidad de excitación neuronal en los ensayos realizados en solución salina libre de Ca 2+ (1/9 nervios) y con el láser (1/13 nervios). La solución salina libre de Ca 2+ impedía que las células sensoriales u otros tejidos excitaran sinápticamente DE-3. El láser produjo el calentamiento más restringido espacialmente, limitando así las contribuciones de otras vías neuronales que pueden haber proporcionado entradas excitadoras a la motoneurona en comparación con cuando se usaron estímulos de calor menos enfocados (láser vs alambre). Estos datos sugieren que la excitación térmica proviene en gran parte o en su totalidad del calentamiento a nivel de circuito, mientras que el calentamiento axonal dirigido produce inhibición (resumido en la Fig. 9). Estas conclusiones están respaldadas por nuestra incapacidad para generar inhibición neuronal mediante el calentamiento del baño a 2 ° C, como se informó anteriormente en la sanguijuela (Romanenko et al., 2014). Por último, la tasa y la magnitud de la inhibición observada, a través de los diferentes estímulos utilizados, probablemente se deriven de las diferencias en las tasas de calentamiento (Fig. 7). La tasa de aumento del calentamiento de los tejidos es un determinante destacado de los resultados de la neuromodulación en otras formas de neuromodulación térmica, incluido el infrarrojo (Shapiro et al., 2012).

          Consideración de componentes no térmicos de EE. UU. Sobre la actividad DE-3

          Estudios anteriores han propuesto que los mecanismos no térmicos subyacen a los cambios en la excitación o inhibición neuronal inducida por EE. UU., Como la cavitación intramembrana (Plaksin et al., 2014) u otros efectos mecánicos, incluida la activación de canales iónicos mecanosensibles, especialmente en neuronas mecanosensoriales (Kubanek et al., 2018) y la fuerza de radiación. Varios estudios han informado que los EE. UU. A frecuencias & lt400 kHz evocan actividad de manera más eficiente que los EE. UU. A frecuencias más altas (King et al., 2013 Kim et al., 2014). Esta discrepancia puede ser impulsada por un mecanismo basado en la cavitación, ya que las frecuencias más bajas generan fuerzas de cavitación de manera más efectiva (Gaertner, 1954). Optamos por utilizar frecuencias más altas (960 kHz) para permitir una orientación más precisa de DE-3 (Carovac et al., 2011). Esta frecuencia, sin embargo, puede ser demasiado alta para generar acciones de cavitación. En una preparación comparable (nervio invertebrado), los potenciales evocados por cavitación podrían alcanzarse a 0,67 kHz pero no a 1,1. MHz (Wright et al., 2017). Sin embargo, dado su potencial para romper las membranas neuronales (Wright et al., 2017), no está claro si este es un modo de aplicación deseable a seguir.

          Otro factor que contribuye a nuestra incapacidad para evocar actividad mecánicamente puede haber sido la presión máxima de 660 kPa que usamos. Sin embargo, esta cantidad de presión fue significativamente más alta que los niveles utilizados en estudios de neuronas cerebrales corticales, que han atribuido los efectos de EE. UU. A fuerzas mecánicas (por ejemplo, Tyler et al., 2008 Tufail et al., 2010). Además, es poco probable que sobrepasemos un rango efectivo de presiones porque los estudios que informaron efectos transcraneales de la ecografía atribuidos mecánicamente han cubierto un rango de presiones que abarcan la nuestra (0.03-1.11 MPa), y aunque hay un punto de saturación con amplitud creciente, hay no hay una disminución asociada en las respuestas de EE. UU. (King et al., 2013).

          La estimulación ecográfica transcraneal normalmente implica la modulación de somas neuronales, mientras que, en nuestro estudio, nos enfocamos en el axón de una neurona dentro de un nervio periférico. Por lo tanto, todavía hay que considerar si no pudimos utilizar una presión suficientemente alta en el contexto de la activación del nervio periférico. Esta distinción es importante a considerar porque se cree que los nervios periféricos tienen umbrales de activación de EE. UU. Más altos que los tejidos neurales centrales (Wright et al., 2017). Algunos estudios recientes de nervios periféricos han revelado que se necesitan presiones altas, muy superiores a las nuestras, para evocar respuestas relacionadas con el motor, por ejemplo, 2 MPa en invertebrados (Wright et al., 2017) y hasta 5,4 MPa (Downs et al., 2017). al., 2018), 11,8 MPa (Kim et al., 2020) y 30 MPa (Lee et al., 2020) en mamíferos. Por lo tanto, puede ser posible evocar efectos inducidos mecánicamente con presiones estadounidenses más altas. Sin embargo, las presiones en el rango de 10s de MPa generan intensidades que superan con creces los umbrales de seguridad actuales para uso diagnóstico (FDA, 2019) y probablemente sean demasiado destructivas para su uso en terapias neuromoduladoras reversibles. Como referencia, los aumentos de temperatura en nuestro estudio (& lt5 ° C) han demostrado ser seguros en sistemas de mamíferos para duraciones de exposición cerebral ≤60 min (Haveman et al., 2005). Además, es alentador que el 100% de los nervios que tratamos con EE. UU. Siguieran siendo capaces de transmitir potenciales de acción DE-3, y que el 78% volviera a las tasas de activación iniciales dentro de los 20 s posteriores al cese del estímulo.

          Los mecanismos que subyacen a la inhibición térmica por debajo del rango de temperaturas que se sabe que causan degeneración o necrosis de las proteínas (~ 45 ° C en humanos, o ~ 8 ° C por encima de lo normal Wang et al., 2014) no se comprenden completamente, pero pueden incluir cambios en los iones. -Cinética y conductancias de canalización. Investigamos cómo los EE. UU. Inhibían térmicamente la actividad neuronal a temperaturas relativamente bajas (& lt5 ° C). Como proxy del calor asociado a EE. UU., Utilizamos el láser, ya que era el más compatible con nuestro electrodo de registro intracelular y no generaba resonancia de electrodo como lo hace el EE. UU., Lo que puede oscurecer la fidelidad de los datos de registro intracelular (Collins y Mesce, 2020). Durante la aplicación de calor, observamos una continuación de los picos registrados en el soma con una pérdida de picos distal al estímulo (Fig. 8), lo que indica que la inhibición se debió a una falla en la conducción de los picos.

          Mecanismos potenciales de mediación térmica subyacentes a la inhibición de DE-3

          Un mecanismo prometedor para explicar el bloqueo de conducción mediado por calor que observamos es una pérdida de homeostasis iónica. Se ha demostrado que la supresión térmica de la actividad neural va acompañada de un pico de potasio extracelular en sistemas de invertebrados (Money et al., 2009) y mamíferos (Wu y Fisher, 2000). A nivel de circuito, aumentó [K +]O Se cree que es la base de la expansión de la depresión (Kraio y Nicholson, 1978 Somjen, 2001 Ayata y Lauritzen, 2015), un fenómeno conservado en el que la actividad neuronal se interrumpe hasta que se restauran los gradientes de concentración (Spong et al., 2016). Es importante destacar que dos estudios anteriores en cerebro de rata encontraron que los EE. UU. Pueden inducir una depresión extendida, lo que resulta en efectos que recuerdan al aumento farmacológico del potasio extracelular (Koroleva et al., 1986) y al aumento de la temperatura (Ueda et al., 1977). La propagación de la inhibición asociada a la depresión también puede estar precedida por la despolarización del potencial de membrana en reposo (Pietrobon y Moskowitz, 2014) y por la hiperexcitación (Rodgers et al., 2007).Por lo tanto, este mecanismo podría explicar el breve aumento en la tasa de disparo que precedió a algunos de nuestros ensayos inhibitorios, en particular los que utilizan el cable (el estímulo "más caliente" en el presente estudio), como lo demuestra un aumento inicial en la tasa de disparo media (Fig. 6 ).

          Una fuente de aumento de [K +]O puede ser un aumento de la conductancia a través de los canales de potasio activados por voltaje (KV). En Aplysia, el bloqueo de conducción mediado por calor (infrarrojo) se reduce en gran medida por el tetraetilamonio (TEA), un KV antagonista (Ganguly et al., 2019a, b). Una fuente adicional primaria o complementaria de [K +]O puede ser a través de canales de potasio de dos poros, que son termosensibles (Schneider et al., 2014), y cuya conductancia aumenta con la exposición a EE. UU. (Kubanek et al., 2016) por un mecanismo supuestamente térmico (Prieto et al., 2020) . Es importante destacar que ambas clases de canales de potasio se expresan de manera ubicua por las neuronas, y un mecanismo dirigido a estos canales evitaría la necesidad de limitar las terapias de neuromodulación basadas en EE. UU. A clases de células que expresan canales iónicos susceptibles a la activación mecánica de EE. UU., Incluido Piezo (Prieto et al. ., 2018), TRP (Yoo et al., 2020) y DEG / ENaC / ASIC (Kubanek et al., 2018), o para introducir canales iónicos mecanosensibles no endógenos en el tejido diana deseado. a la ecogenética (Ibsen et al., 2015). Además, dadas las limitaciones de seguridad asociadas con las altas presiones que de otro modo podrían ser necesarias para modular mecánicamente las neuronas no sensoriales, las aplicaciones térmicas pueden ser más prácticas y versátiles que las mecánicas.

          Aplicaciones clínicas

          La capacidad de suprimir la actividad neuronal de forma segura y reversible podría tener un impacto clínico significativo en una amplia gama de trastornos neurológicos. La relevancia de los resultados de este estudio para las aplicaciones de la salud humana se ve algo atenuada por las diferencias inherentes entre los sistemas nerviosos de mamíferos e invertebrados, quizás la más significativa de las cuales es la falta de mielinización de los axones de invertebrados. A pesar de esta diferencia clave, la conducción del potencial de acción en la sanguijuela, que se propuso inhibir térmicamente en este estudio, se rige por las mismas clases de canales iónicos que conducen los potenciales de acción en los mamíferos, incluida una fase ascendente mediada por canales de sodio activados por voltaje. , y una fase descendente mediada por KVs (Kleinhaus, 1976 Kleinhaus y Prichard, 1976). Los patrones de distribución de estos canales iónicos, a través de nervios de mamíferos mielinizados y fibras de invertebrados, podrían dar lugar a resultados variables. Sin embargo, nuestros resultados son claramente relevantes para la modulación de las fibras C implicadas en la transmisión del dolor (Costigan y Woolf, 2000), que al igual que los nervios de los invertebrados no están mielinizados. Según los resultados de nuestro estudio, la ecografía térmica puede ser un tratamiento eficaz, no solo para el dolor, sino para controlar la actividad nerviosa periférica excesiva, incluidas las neuropatías periféricas (St. John Smith, 2018) y la espasticidad (Raghavan, 2018).